Abstract Deviations from mirror symmetry in the development of bilateral organisms are highly stereotypic and genetically predetermined, but their mechanisms are not sufficiently understood. At the cellular level, self-organization of the actin cytoskeleton results in chiral actin swirling, and cells in groups confined to micropatterns demonstrate chiral cell alignment. The relationship between individual and collective cell chirality is unclear, and molecular players involved remain essentially unidentified. Here, by screening major actin-associated proteins and deep-learning-based morphometric analysis of actin patterns, we found that knockdowns of specific actin polymerization regulators, such as mDia1, ARPC2, and cofilins 1&2, abolished chiral actin swirling, while depletion of profilin 1 and CapZβ, reversed its direction in an actin crosslinker α-actinin1-dependent manner. Analysis of these and other knockdowns and pharmacological treatments revealed a robust correlation between their effects on the chirality of individual cells and confined cell groups. Thus, actin-driven cell chirality may underlie tissue and organ asymmetry. One Sentence Summary Cell chirality determined by specific regulators of actin polymerization drives left-right asymmetry emergence in cell groups

Mechanical force transmission through the adherens junctions (AJs) are highly regulated processes essential for multicellular organization of tissues. AJ proteins such as E-cadherin, α-catenin, and vinculin have been shown to be sensing or bearing mechanical forces being transmitted between the actin cytoskeleton and the intercellular contacts. However, the molecular organization and connectivity of these components remains not well understood. Using a super-resolution microscopy approach, we report that vinculin, once activated, could form a direct structural connection with β-catenin, which can bypass α-catenin, one of the main mechanotransducers in AJs. Direct vinculin/β-catenin interaction is capable of supporting mechanical tension and contributes to the stabilization of the cadherin-catenin complexes. These findings suggest a multi-step model for the force-dependent reinforcement of AJs whereby α-catenin may serve as the initial catalytic activator of vinculin, followed by vinculin translocation to form a direct link between E-cadherin-bound β-catenin and the actin cytoskeleton.

Filopodia are dynamic membrane protrusions driven by polymerization of an actin filament core, mediated by formin molecules at the filopodia tips. Filopodia can adhere to the extracellular matrix and experience both external and cell generated pulling forces. The role of such forces in filopodia adhesion is however insufficiently understood. Here, we induced sustained growth of filopodia by applying pulling force to their tips via attached fibronectin-coated beads trapped by optical tweezers. Strikingly, pharmacological inhibition or knockdown of myosin IIA, which localized to the base of filopodia, resulted in weakening of filopodia adherence strength. Inhibition of formins, which caused detachment of actin filaments from formin molecules, produced similar effect. Thus, myosin IIA-generated centripetal force transmitted to the filopodia tips through interactions between formins and actin filaments is required for filopodia adhesion. Force-dependent adhesion led to preferential attachment of filopodia to rigid versus fluid substrates, which may underlie cell orientation and polarization.

Eph receptors, a family of receptor tyrosine kinases, play a crutial role in the assembly and maintenance of healthy tissues. Dysfunction in Eph signaling are causally and correlatively associated with cancer progression. In breast cancer cells, dysregulated Eph signaling has been largely linked to alterations in receptor clustering abilities. In the present study, we implemented a single-cell assay and a scoring scheme to systematically probe the spatial organization of activated EphA receptor in carcinoma cells of different origin. Using this assay, we found that cancer cells retained EphA clustering phenotype upon cell division for several generations and degree of clustering reported for population as well as single-cell migration potential. Finally, using patient-derived cancer cell lines, we probed the evolution of EphA signalling in cancer cell populations that underwent metastatic transformation and acquisition of drug resistance. Taken together, our simple and scalable approach provides a reliable quantitation of EphA associated gene expression and phenotypes in multiple carcinomas and can assay the heterogeneity of cancer cell populations in a cost- and time-effective manner.

Actomyosin tension has been shown to be a ubiquitous driver of tissue morphogenesis (1, 2). The Rho pathway, a prominent regulatory network influencing cortical tension, plays a central role in both tissue reorganisation and cell migration (3-6). While viscous dissipation in the actin network is commonly regarded as a constant passive parameter in cell migration in both 2D and 3D contexts, there is limited knowledge concerning the regulation of dissipative forces arising from viscous drag between cells during collective rearrangement. Here, we found that the phosphorylation of Epithelial Growth Factor Receptor (EGFR) downstream of de novo E-cadherin adhesion (7, 8) orchestrates a feedback loop, thereby governing intercellular viscosity via the Rac pathway regulating actin dynamics. Our findings highlight how the E-cadherin-dependent EGFR activity controls the migration mode of collective cell movements independently of intercellular tension. Combining molecular cell biology, micropatterning, and in silico simulation, our work suggests the existence of a regulatory loop by which cells can tune junctional actin viscosity, with implications for the phenomenology of morphogenetic movements.

Collective cell migration is crucial in various physiological processes, including wound healing, morphogenesis, and cancer metastasis. Adherens Junctions (AJs) play a pivotal role in regulating cell cohesion and migration dynamics during tissue remodeling. While the role and origin of the junctional mechanical tension at AJs have been extensively studied, the influence of the actin cortex structure and dynamics on junction plasticity remains incompletely understood. Moreover, the mechanisms underlying stress dissipation at junctions are not well elucidated. Here, we found that the ligand-independent phosphorylation of epithelial growth factor receptor (EGFR) downstream of de novo E-cadherin adhesion orchestrates a feedback loop, governing intercellular viscosity via the Rac pathway regulating actin dynamics. Our findings highlight how the E-cadherin-dependent EGFR activity controls the migration mode of collective cell movements independently of intercellular tension. This modulation of effective viscosity coordinates cellular movements within the expanding monolayer, inducing a transition from swirling to laminar flow patterns while maintaining a constant migration front speed. Additionally, we propose a vertex model with adjustable junctional viscosity, capable of replicating all observed cellular flow phenotypes experimentally.