Actomyosin machinery endows cells with contractility at a single cell level. However, at a tissue scale, cells can show either contractile or extensile behaviour based on the direction of pushing or pulling forces due to neighbour interactions or substrate interactions. Previous studies have shown that a monolayer of fibroblasts behaves as a contractile system 1 while a monolayer of epithelial cells 2,3 or neural crest cells behaves as an extensile system. 4 How these two contradictory sources of force generation can coexist has remained unexplained. Through a combination of experiments using MDCK (Madin Darby Canine Kidney) cells, and in-silico modeling, we uncover the mechanism behind this switch in behaviour of epithelial cell monolayers from extensile to contractile as the weakening of intercellular contacts. We find that this switch in active behaviour also promotes the buildup of tension at the cell-substrate interface through an increase in actin stress fibers and higher traction forces. This in turn triggers a mechanotransductive response in vinculin translocation to focal adhesion sites and YAP (Yes-associated protein) transcription factor activation. Our studies also show that differences in extensility and contractility act to sort cells, thus determining a general mechanism for mechanobiological pattern formation during cell competition, morphogenesis and cancer progression.

Abstract Epithelia act as a barrier against environmental stress and abrasion and i n vivo they are continuously exposed to environments of various mechanical properties. The impact of this environment on epithelial integrity remains elusive. By culturing epithelial cells on 2D hydrogels, we observe a loss of epithelial monolayer integrity through spontaneous hole formation when grown on soft substrates. Substrate stiffness triggers an unanticipated mechanical switch of epithelial monolayers from tensile on soft to compressive on stiff substrates. Through active nematic modelling, we find unique patterns of cell shape texture called nematic topological defects that underpin large isotropic stress fluctuations at certain locations thereby triggering mechanical failure of the monolayer and hole opening. Our results show that substrate stiffness provides feedback on monolayer mechanical state and that topological defects can trigger stochastic mechanical failure, with potential application towards a mechanistic understanding of compromised epithelial integrity in bacterial infection, tumor progression and morphogenesis.

Mechanical tension governs epithelial morphogenesis and homeostasis, but its regulation remains poorly understood. Tension is commonly contractile, arising when the actomyosin cortices of cells are mechanically coupled together by cadherin adhesion. Here we report that caveolae control levels of epithelial tension and show that this is necessary for oncogene-transfected cells to be eliminated by apical extrusion. Depletion of caveolin-1 (CAV1) in the surrounding epithelium, but not in the oncogene-expressing cells, blocked extrusion leading to the retention and proliferation of transformed cells within the monolayer. Tensile stress was aberrantly elevated in CAV1-depleted monolayers due to elevated levels of phosphoinositide- 4,5-bisphosphate (PtdIns(4,5)P2) causing increased recruitment of the formin, FMNL2. Oncogenic extrusion was restored to CAV1-deficient monolayers when tension was corrected by depleting FMNL2, blocking PtdIns(4,5)P2, or disabling the interaction between FMNL2 and PtdIns(4,5)P2. Thus, by controlling lipid signalling to the actin cytoskeleton, caveolae regulate mechanical tension for epithelial homeostasis.

In the initial cancer stages, cancer-associated fibroblasts (CAFs) create a capsule around tumors. Exhibiting an elongated morphology, CAFs align with each other, closely resembling nematic ordering in liquid crystal physics. While these aligned CAFs may act as a defensive barrier hindering tumor expansion, inherent topological defects could represent weak spots, facilitating cancer cell dissemination. CAFs play a pivotal role in the genesis and remodeling of the extracellular matrix (ECM), with ECM proteins, especially fibronectin, reciprocally modulating CAF alignment and coherence. Yet, the intricate feedback loops between fibronectin deposition and CAF structuring remain largely unexplored. Here, we combined CAF live imaging, traction force microscopy, ECM microfabrication, and theoretical modeling to assess how the ECM influences the dynamics of nematically ordered CAFs. We found that CAFs dynamically orchestrate a fibronectin network that mirrors their nematic ordering. Over time, this passive nematic ordering of fibronectin, in turn, steers CAF rearrangement. Contrary to most cellular systems where defects remain dynamic at a steady state, our data highlights that the ECM/CAF interplay profoundly alters the behavior of both CAF and ECM nematics, leading to aging - massive slow down and even freezing of defect dynamics. This leads to a scenario where aligned areas and defects in CAFs layer are spatially and temporally fixed, yet active - exerting forces at the substate and transmitting forces between cells. Such a state could introduce localized vulnerabilities in the CAF layer, potentially promoting cancer cell spreading.