Abstract In situ measurements of transcription factor (TF) binding are confounded by cellular heterogeneity and represent averaged profiles in complex tissues. Single cell RNA-seq (scRNA-seq) is capable of resolving different cell types based on gene expression profiles, but no technology exists to directly link specific cell types to the binding pattern of TFs in those cell types. Here, we present self-reporting transposons (SRTs) and their use in single cell calling cards (scCC), a novel assay for simultaneously capturing gene expression profiles and mapping TF binding sites in single cells. First, we show how the genomic locations of SRTs can be recovered from mRNA. Next, we demonstrate that SRTs deposited by the piggyBac transposase can be used to map the genome-wide localization of the TFs SP1, through a direct fusion of the two proteins, and BRD4, through its native affinity for piggyBac . We then present the scCC method, which maps SRTs from scRNA-seq libraries, thus enabling concomitant identification of cell types and TF binding sites in those same cells. As a proof-of-concept, we show recovery of cell type-specific BRD4 and SP1 binding sites from cultured cells. Finally, we map Brd4 binding sites in the mouse cortex at single cell resolution, thus establishing a new technique for studying TF biology in situ.

Transcription factors (TFs) enact precise regulation of gene expression through site-specific, genome-wide binding. Common methods for TF occupancy profiling, such as chromatin immunoprecipitation, are limited by requirement of TF-specific antibodies and provide only endpoint snapshots of TF binding. Alternatively, TF-tagging techniques, in which a TF is fused to a DNA-modifying enzyme that marks TF binding events across the genome as they occur, do not require TF-specific antibodies and offer the potential for unique applications, such as recording of TF occupancy over time and cell type-specificity through conditional expression of the TF-enzyme fusion. Here we create a viral toolkit for one such method, calling cards, and demonstrate that these reagents can be delivered to the live mouse brain and used to report TF occupancy. Further, we establish a Cre-dependent calling cards system, termed Flip-Excision (FLEX) calling cards and, in proof-of-principle experiments, show utility in defining cell type-specific TF profiles and recording and integrating TF binding events across time. This versatile approach will enable unique studies of TF-mediated gene regulation in live animal models.