Structural variation (copy number variation [CNV] including deletion and duplication, translocation, inversion) of chromosomes has been identified in some individuals with autism spectrum disorder (ASD), but the full etiologic role is unknown. We performed genome-wide assessment for structural abnormalities in 427 unrelated ASD cases via single-nucleotide polymorphism microarrays and karyotyping. With microarrays, we discovered 277 unbalanced CNVs in 44% of ASD families not present in 500 controls (and re-examined in another 1152 controls). Karyotyping detected additional balanced changes. Although most variants were inherited, we found a total of 27 cases with de novo alterations, and in three (11%) of these individuals, two or more new variants were observed. De novo CNVs were found in ∼7% and ∼2% of idiopathic families having one child, or two or more ASD siblings, respectively. We also detected 13 loci with recurrent/overlapping CNV in unrelated cases, and at these sites, deletions and duplications affecting the same gene(s) in different individuals and sometimes in asymptomatic carriers were also found. Notwithstanding complexities, our results further implicate the SHANK3-NLGN4-NRXN1 postsynaptic density genes and also identify novel loci at DPP6-DPP10-PCDH9 (synapse complex), ANKRD11, DPYD, PTCHD1, 15q24, among others, for a role in ASD susceptibility. Our most compelling result discovered CNV at 16p11.2 (p = 0.002) (with characteristics of a genomic disorder) at ∼1% frequency. Some of the ASD regions were also common to mental retardation loci. Structural variants were found in sufficiently high frequency influencing ASD to suggest that cytogenetic and microarray analyses be considered in routine clinical workup. Structural variation (copy number variation [CNV] including deletion and duplication, translocation, inversion) of chromosomes has been identified in some individuals with autism spectrum disorder (ASD), but the full etiologic role is unknown. We performed genome-wide assessment for structural abnormalities in 427 unrelated ASD cases via single-nucleotide polymorphism microarrays and karyotyping. With microarrays, we discovered 277 unbalanced CNVs in 44% of ASD families not present in 500 controls (and re-examined in another 1152 controls). Karyotyping detected additional balanced changes. Although most variants were inherited, we found a total of 27 cases with de novo alterations, and in three (11%) of these individuals, two or more new variants were observed. De novo CNVs were found in ∼7% and ∼2% of idiopathic families having one child, or two or more ASD siblings, respectively. We also detected 13 loci with recurrent/overlapping CNV in unrelated cases, and at these sites, deletions and duplications affecting the same gene(s) in different individuals and sometimes in asymptomatic carriers were also found. Notwithstanding complexities, our results further implicate the SHANK3-NLGN4-NRXN1 postsynaptic density genes and also identify novel loci at DPP6-DPP10-PCDH9 (synapse complex), ANKRD11, DPYD, PTCHD1, 15q24, among others, for a role in ASD susceptibility. Our most compelling result discovered CNV at 16p11.2 (p = 0.002) (with characteristics of a genomic disorder) at ∼1% frequency. Some of the ASD regions were also common to mental retardation loci. Structural variants were found in sufficiently high frequency influencing ASD to suggest that cytogenetic and microarray analyses be considered in routine clinical workup.

Walker-Warburg syndrome (WWS) is an autosomal recessive developmental disorder characterized by congenital muscular dystrophy and complex brain and eye abnormalities. A similar combination of symptoms is presented by two other human diseases, muscle-eye-brain disease (MEB) and Fukuyama congenital muscular dystrophy (FCMD). Although the genes underlying FCMD (Fukutin) and MEB (POMGnT1) have been cloned, loci for WWS have remained elusive. The protein products of POMGnT1 and Fukutin have both been implicated in protein glycosylation. To unravel the genetic basis of WWS, we first performed a genomewide linkage analysis in 10 consanguineous families with WWS. The results indicated the existence of at least three WWS loci. Subsequently, we adopted a candidate-gene approach in combination with homozygosity mapping in 15 consanguineous families with WWS. Candidate genes were selected on the basis of the role of the FCMD and MEB genes. Since POMGnT1 encodes an O-mannoside N-acetylglucosaminyltransferase, we analyzed the possible implication of O-mannosyl glycan synthesis in WWS. Analysis of the locus for O-mannosyltransferase 1 (POMT1) revealed homozygosity in 5 of 15 families. Sequencing of the POMT1 gene revealed mutations in 6 of the 30 unrelated patients with WWS. Of the five mutations identified, two are nonsense mutations, two are frameshift mutations, and one is a missense mutation. Immunohistochemical analysis of muscle from patients with POMT1 mutations corroborated the O-mannosylation defect, as judged by the absence of glycosylation of α-dystroglycan. The implication of O-mannosylation in MEB and WWS suggests new lines of study in understanding the molecular basis of neuronal migration. Walker-Warburg syndrome (WWS) is an autosomal recessive developmental disorder characterized by congenital muscular dystrophy and complex brain and eye abnormalities. A similar combination of symptoms is presented by two other human diseases, muscle-eye-brain disease (MEB) and Fukuyama congenital muscular dystrophy (FCMD). Although the genes underlying FCMD (Fukutin) and MEB (POMGnT1) have been cloned, loci for WWS have remained elusive. The protein products of POMGnT1 and Fukutin have both been implicated in protein glycosylation. To unravel the genetic basis of WWS, we first performed a genomewide linkage analysis in 10 consanguineous families with WWS. The results indicated the existence of at least three WWS loci. Subsequently, we adopted a candidate-gene approach in combination with homozygosity mapping in 15 consanguineous families with WWS. Candidate genes were selected on the basis of the role of the FCMD and MEB genes. Since POMGnT1 encodes an O-mannoside N-acetylglucosaminyltransferase, we analyzed the possible implication of O-mannosyl glycan synthesis in WWS. Analysis of the locus for O-mannosyltransferase 1 (POMT1) revealed homozygosity in 5 of 15 families. Sequencing of the POMT1 gene revealed mutations in 6 of the 30 unrelated patients with WWS. Of the five mutations identified, two are nonsense mutations, two are frameshift mutations, and one is a missense mutation. Immunohistochemical analysis of muscle from patients with POMT1 mutations corroborated the O-mannosylation defect, as judged by the absence of glycosylation of α-dystroglycan. The implication of O-mannosylation in MEB and WWS suggests new lines of study in understanding the molecular basis of neuronal migration.

Aicardi–Goutières syndrome is an inflammatory disease occurring due to mutations in any of TREX1 , RNASEH2A , RNASEH2B , RNASEH2C , SAMHD1 , ADAR or IFIH1 . We report on 374 patients from 299 families with mutations in these seven genes. Most patients conformed to one of two fairly stereotyped clinical profiles; either exhibiting an in utero disease‐onset (74 patients; 22.8% of all patients where data were available), or a post‐natal presentation, usually within the first year of life (223 patients; 68.6%), characterized by a sub‐acute encephalopathy and a loss of previously acquired skills. Other clinically distinct phenotypes were also observed; particularly, bilateral striatal necrosis (13 patients; 3.6%) and non‐syndromic spastic paraparesis (12 patients; 3.4%). We recorded 69 deaths (19.3% of patients with follow‐up data). Of 285 patients for whom data were available, 210 (73.7%) were profoundly disabled, with no useful motor, speech and intellectual function. Chilblains, glaucoma, hypothyroidism, cardiomyopathy, intracerebral vasculitis, peripheral neuropathy, bowel inflammation and systemic lupus erythematosus were seen frequently enough to be confirmed as real associations with the Aicardi‐Goutieres syndrome phenotype. We observed a robust relationship between mutations in all seven genes with increased type I interferon activity in cerebrospinal fluid and serum, and the increased expression of interferon‐stimulated gene transcripts in peripheral blood. We recorded a positive correlation between the level of cerebrospinal fluid interferon activity assayed within one year of disease presentation and the degree of subsequent disability. Interferon‐stimulated gene transcripts remained high in most patients, indicating an ongoing disease process. On the basis of substantial morbidity and mortality, our data highlight the urgent need to define coherent treatment strategies for the phenotypes associated with mutations in the Aicardi–Goutières syndrome‐related genes. Our findings also make it clear that a window of therapeutic opportunity exists relevant to the majority of affected patients and indicate that the assessment of type I interferon activity might serve as a useful biomarker in future clinical trials. © 2015 Wiley Periodicals, Inc.

American Journal of Medical GeneticsVolume 83, Issue 4 p. 322-325 Fragile X premutation is a significant risk factor for premature ovarian failure: The international collaborative POF in fragile X study—preliminary data Diane J. Allingham-Hawkins, Corresponding Author Diane J. Allingham-Hawkins dallingh@nygh.on.ca Toronto, CanadaMolecular Genetics Laboratory North York General Hospital, 4001 Leslie Street, North York, Ontario, Canada, M2K 1E1Search for more papers by this authorRiyana Babul-Hirji, Riyana Babul-Hirji Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorJeanette J.A. Holden, Jeanette J.A. Holden Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorKathy T. Yang, Kathy T. Yang Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorC. Lee, C. Lee Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorR. Hudson, R. Hudson Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorH. Gorwill, H. Gorwill Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorSarah L. Nolin, Sarah L. Nolin Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorAnne Glicksman, Anne Glicksman Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorEdmund C. Jenkins, Edmund C. Jenkins Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorW. Ted Brown, W. Ted Brown Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorPatricia N. Howard-Peebles, Patricia N. Howard-Peebles Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorCindy Becchi, Cindy Becchi Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorEmilie Cummings, Emilie Cummings Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorLee Fallon, Lee Fallon Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSuzanne Seitz, Suzanne Seitz Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSusan H. Black, Susan H. Black Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorAngela M. Vianna-Morgante, Angela M. Vianna-Morgante Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorSilvia S. Costa, Silvia S. Costa Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorPaulo A. Otto, Paulo A. Otto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorRegina C. Mingroni-Netto, Regina C. Mingroni-Netto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorAnna Murray, Anna Murray Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorJ. Webb, J. Webb Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorF. MacSwinney, F. MacSwinney Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorN. Dennis, N. Dennis Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorPatricia A. Jacobs, Patricia A. Jacobs Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorMaria Syrrou, Maria Syrrou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorIoannis Georgiou, Ioannis Georgiou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorPhillipos C. Patsalis, Phillipos C. Patsalis Nicosia, CyprusSearch for more papers by this authorMaria L. Giovannucci Uzielli, Maria L. Giovannucci Uzielli Florence, ItalySearch for more papers by this authorS. Guarducci, S. Guarducci Florence, ItalySearch for more papers by this authorE. Lapi, E. Lapi Florence, ItalySearch for more papers by this authorA. Cecconi, A. Cecconi Florence, ItalySearch for more papers by this authorU. Ricci, U. Ricci Florence, ItalySearch for more papers by this authorG. Ricotti, G. Ricotti Florence, ItalySearch for more papers by this authorC. Biondi, C. Biondi Florence, ItalySearch for more papers by this authorB. Scarselli, B. Scarselli Florence, ItalySearch for more papers by this authorF. Vieri, F. Vieri Florence, ItalySearch for more papers by this author Diane J. Allingham-Hawkins, Corresponding Author Diane J. Allingham-Hawkins dallingh@nygh.on.ca Toronto, CanadaMolecular Genetics Laboratory North York General Hospital, 4001 Leslie Street, North York, Ontario, Canada, M2K 1E1Search for more papers by this authorRiyana Babul-Hirji, Riyana Babul-Hirji Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorJeanette J.A. Holden, Jeanette J.A. Holden Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorKathy T. Yang, Kathy T. Yang Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorC. Lee, C. Lee Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorR. Hudson, R. Hudson Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorH. Gorwill, H. Gorwill Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorSarah L. Nolin, Sarah L. Nolin Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorAnne Glicksman, Anne Glicksman Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorEdmund C. Jenkins, Edmund C. Jenkins Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorW. Ted Brown, W. Ted Brown Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorPatricia N. Howard-Peebles, Patricia N. Howard-Peebles Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorCindy Becchi, Cindy Becchi Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorEmilie Cummings, Emilie Cummings Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorLee Fallon, Lee Fallon Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSuzanne Seitz, Suzanne Seitz Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSusan H. Black, Susan H. Black Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorAngela M. Vianna-Morgante, Angela M. Vianna-Morgante Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorSilvia S. Costa, Silvia S. Costa Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorPaulo A. Otto, Paulo A. Otto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorRegina C. Mingroni-Netto, Regina C. Mingroni-Netto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorAnna Murray, Anna Murray Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorJ. Webb, J. Webb Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorF. MacSwinney, F. MacSwinney Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorN. Dennis, N. Dennis Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorPatricia A. Jacobs, Patricia A. Jacobs Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorMaria Syrrou, Maria Syrrou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorIoannis Georgiou, Ioannis Georgiou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorPhillipos C. Patsalis, Phillipos C. Patsalis Nicosia, CyprusSearch for more papers by this authorMaria L. Giovannucci Uzielli, Maria L. Giovannucci Uzielli Florence, ItalySearch for more papers by this authorS. Guarducci, S. Guarducci Florence, ItalySearch for more papers by this authorE. Lapi, E. Lapi Florence, ItalySearch for more papers by this authorA. Cecconi, A. Cecconi Florence, ItalySearch for more papers by this authorU. Ricci, U. Ricci Florence, ItalySearch for more papers by this authorG. Ricotti, G. Ricotti Florence, ItalySearch for more papers by this authorC. Biondi, C. Biondi Florence, ItalySearch for more papers by this authorB. Scarselli, B. Scarselli Florence, ItalySearch for more papers by this authorF. Vieri, F. Vieri Florence, ItalySearch for more papers by this author First published: 24 March 1999 https://doi.org/10.1002/(SICI)1096-8628(19990402)83:4<322::AID-AJMG17>3.0.CO;2-BCitations: 309AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinked InRedditWechat Abstract The preliminary results of an international collaborative study examining premature menopause in fragile X carriers are presented. A total of 760 women from fragile X families was surveyed about their fragile X carrier status and their menstrual and reproductive histories. Among the subjects, 395 carried a premutation, 128 carried a full mutation, and 237 were noncarriers. Sixty-three (16%) of the premutation carriers had experienced menopause prior to the age of 40 compared with none of the full mutation carriers and one (0.4%) of the controls. Based on these preliminary data, there is a significant association between fragile X premutation carrier status and premature menopause. Am. J. Med. Genet. 83:322–325, 1999. © 1999 Wiley-Liss, Inc. Citing Literature Volume83, Issue4Special Issue: X‐Linked Mental Retardation, Part I2 April 1999Pages 322-325 RelatedInformation

Hereditary lymphedema is a developmental disorder characterized by chronic swelling of the extremities due to dysfunction of the lymphatic vessels. Two responsible genes have been identified: the vascular endothelial growth factor receptor 3 (VEGFR3) gene, implicated in congenital lymphedema, or Milroy disease, and the forkhead-related transcription factor gene FOXC2, causing lymphedema-distichiasis. We describe three families with an unusual association of hypotrichosis, lymphedema, and telangiectasia. Using microsatellite analysis, we first excluded both VEGFR3 and FOXC2 as causative genes; we then considered the murine ragged phenotype, caused by mutations in the Sox18 transcription factor, as a likely counterpart to the human disease, because it presents a combination of hair and cardiovascular anomalies, including symptoms of lymphatic dysfunction. Two of the families were consanguineous; in affected members of these families, we identified homozygous missense mutations in the SOX18 gene, located in 20q13. The two amino acid substitutions, W95R and A104P, affect conserved residues in the first α helix of the DNA-binding domain of the transcription factor. In the third family, the parents were nonconsanguineous, and both the affected child and his brother, who died in utero with hydrops fetalis, showed a heterozygous nonsense mutation that truncates the SOX18 protein in its transactivation domain; this substitution was not found in genomic DNA from either parent and hence constitutes a de novo germline mutation. Thus, we show that SOX18 mutations in humans cause both recessive and dominant hypotrichosis-lymphedema-telangiectasia, suggesting that, in addition to its established role in hair and blood vessel development, the SOX18 transcription factor plays a role in the development and/or maintenance of lymphatic vessels. Hereditary lymphedema is a developmental disorder characterized by chronic swelling of the extremities due to dysfunction of the lymphatic vessels. Two responsible genes have been identified: the vascular endothelial growth factor receptor 3 (VEGFR3) gene, implicated in congenital lymphedema, or Milroy disease, and the forkhead-related transcription factor gene FOXC2, causing lymphedema-distichiasis. We describe three families with an unusual association of hypotrichosis, lymphedema, and telangiectasia. Using microsatellite analysis, we first excluded both VEGFR3 and FOXC2 as causative genes; we then considered the murine ragged phenotype, caused by mutations in the Sox18 transcription factor, as a likely counterpart to the human disease, because it presents a combination of hair and cardiovascular anomalies, including symptoms of lymphatic dysfunction. Two of the families were consanguineous; in affected members of these families, we identified homozygous missense mutations in the SOX18 gene, located in 20q13. The two amino acid substitutions, W95R and A104P, affect conserved residues in the first α helix of the DNA-binding domain of the transcription factor. In the third family, the parents were nonconsanguineous, and both the affected child and his brother, who died in utero with hydrops fetalis, showed a heterozygous nonsense mutation that truncates the SOX18 protein in its transactivation domain; this substitution was not found in genomic DNA from either parent and hence constitutes a de novo germline mutation. Thus, we show that SOX18 mutations in humans cause both recessive and dominant hypotrichosis-lymphedema-telangiectasia, suggesting that, in addition to its established role in hair and blood vessel development, the SOX18 transcription factor plays a role in the development and/or maintenance of lymphatic vessels.

Human MutationVolume 29, Issue 7 p. 959-965 Research Article Parkes Weber syndrome, vein of Galen aneurysmal malformation, and other fast-flow vascular anomalies are caused by RASA1 mutations† Nicole Revencu, Nicole Revencu Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Center for Human Genetics, Cliniques universitaires St Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorLaurence M. Boon, Laurence M. Boon Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Vascular Anomalies Centre, Division of Plastic Surgery, Cliniques universitaires St Luc, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJohn B. Mulliken, John B. Mulliken Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorOdile Enjolras, Odile Enjolras Centre Multidisciplinaire des Angiomes de l'enfant, AP-HP, Hôpital d'enfants Armand-Trousseau, Service de Chirurgie Maxillo-Faciale et Chirurgie Plastique, Paris, FranceSearch for more papers by this authorMaria Rosa Cordisco, Maria Rosa Cordisco Department of Pediatric Dermatology, Hospital de Pediatria Dr. J.P. Garrahan, Buenos Aires, ArgentinaSearch for more papers by this authorPatricia E. Burrows, Patricia E. Burrows Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorPhilippe Clapuyt, Philippe Clapuyt Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorFrank Hammer, Frank Hammer Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJosée Dubois, Josée Dubois Department of Medical Imaging, Sainte-Justine Mother-Child University Hospital, Montreal, CanadaSearch for more papers by this authorEulalia Baselga, Eulalia Baselga Hospital de la Santa Creu I Sant Pau, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorFrancesco Brancati, Francesco Brancati IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorRobin Carder, Robin Carder Southwestern Medical Center, Dallas, TexasSearch for more papers by this authorJosé Miguel Ceballos Quintal, José Miguel Ceballos Quintal Laboratorio de Genética, Universidad Autónoma de Yucatán Mérida, Yucatán, MexicoSearch for more papers by this authorBruno Dallapiccola, Bruno Dallapiccola IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorGayle Fischer, Gayle Fischer Royal North Shore Hospital, St Leonards, AustraliaSearch for more papers by this authorIlona J. Frieden, Ilona J. Frieden Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorMaria Garzon, Maria Garzon Department of Dermatology, Columbia University, New York, New YorkSearch for more papers by this authorJohn Harper, John Harper Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorJennifer Johnson-Patel, Jennifer Johnson-Patel Robert E. Bush Naval Hospital, Twenty-nine Palms, CaliforniaSearch for more papers by this authorChristine Labrèze, Christine Labrèze Hôpital Pellegrin Enfants, Bordeaux, FranceSearch for more papers by this authorLoreto Martorell, Loreto Martorell Genetica Molecular, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorHarriet J. Paltiel, Harriet J. Paltiel Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorAnnette Pohl, Annette Pohl Zentrum fur Kinderheilkunde und Jugendmedizin, Freiburg, GermanySearch for more papers by this authorJulie Prendiville, Julie Prendiville Division of Pediatric Dermatology, Department of Pediatrics, University of British Columbia, British Columbia Children's Hospital, Vancouver, CanadaSearch for more papers by this authorIsabelle Quere, Isabelle Quere Centre Hospitalier Universitaire, Montpellier, FranceSearch for more papers by this authorDawn H. Siegel, Dawn H. Siegel Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorEnza Maria Valente, Enza Maria Valente IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorAnnet Van Hagen, Annet Van Hagen VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorLiselot Van Hest, Liselot Van Hest VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorKeith K. Vaux, Keith K. Vaux Department of Pediatrics, Division of Dysmorphology and Teratology, University of California, San Diego, San Diego, CaliforniaSearch for more papers by this authorAsuncion Vicente, Asuncion Vicente Department of Dermatology, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorLisa Weibel, Lisa Weibel Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat The Prenatal Diagnosis and Medical Genetics Program, Mount Sinai Hospital, Toronto, Ontario, CanadaSearch for more papers by this authorMiikka Vikkula, Corresponding Author Miikka Vikkula [email protected] Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumHuman Molecular Genetics (GEHU), de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Avenue Hippocrate 74(+5), bp. 75.39, B-1200 Brussels, BelgiumSearch for more papers by this author Nicole Revencu, Nicole Revencu Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Center for Human Genetics, Cliniques universitaires St Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorLaurence M. Boon, Laurence M. Boon Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Vascular Anomalies Centre, Division of Plastic Surgery, Cliniques universitaires St Luc, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJohn B. Mulliken, John B. Mulliken Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorOdile Enjolras, Odile Enjolras Centre Multidisciplinaire des Angiomes de l'enfant, AP-HP, Hôpital d'enfants Armand-Trousseau, Service de Chirurgie Maxillo-Faciale et Chirurgie Plastique, Paris, FranceSearch for more papers by this authorMaria Rosa Cordisco, Maria Rosa Cordisco Department of Pediatric Dermatology, Hospital de Pediatria Dr. J.P. Garrahan, Buenos Aires, ArgentinaSearch for more papers by this authorPatricia E. Burrows, Patricia E. Burrows Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorPhilippe Clapuyt, Philippe Clapuyt Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorFrank Hammer, Frank Hammer Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJosée Dubois, Josée Dubois Department of Medical Imaging, Sainte-Justine Mother-Child University Hospital, Montreal, CanadaSearch for more papers by this authorEulalia Baselga, Eulalia Baselga Hospital de la Santa Creu I Sant Pau, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorFrancesco Brancati, Francesco Brancati IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorRobin Carder, Robin Carder Southwestern Medical Center, Dallas, TexasSearch for more papers by this authorJosé Miguel Ceballos Quintal, José Miguel Ceballos Quintal Laboratorio de Genética, Universidad Autónoma de Yucatán Mérida, Yucatán, MexicoSearch for more papers by this authorBruno Dallapiccola, Bruno Dallapiccola IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorGayle Fischer, Gayle Fischer Royal North Shore Hospital, St Leonards, AustraliaSearch for more papers by this authorIlona J. Frieden, Ilona J. Frieden Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorMaria Garzon, Maria Garzon Department of Dermatology, Columbia University, New York, New YorkSearch for more papers by this authorJohn Harper, John Harper Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorJennifer Johnson-Patel, Jennifer Johnson-Patel Robert E. Bush Naval Hospital, Twenty-nine Palms, CaliforniaSearch for more papers by this authorChristine Labrèze, Christine Labrèze Hôpital Pellegrin Enfants, Bordeaux, FranceSearch for more papers by this authorLoreto Martorell, Loreto Martorell Genetica Molecular, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorHarriet J. Paltiel, Harriet J. Paltiel Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorAnnette Pohl, Annette Pohl Zentrum fur Kinderheilkunde und Jugendmedizin, Freiburg, GermanySearch for more papers by this authorJulie Prendiville, Julie Prendiville Division of Pediatric Dermatology, Department of Pediatrics, University of British Columbia, British Columbia Children's Hospital, Vancouver, CanadaSearch for more papers by this authorIsabelle Quere, Isabelle Quere Centre Hospitalier Universitaire, Montpellier, FranceSearch for more papers by this authorDawn H. Siegel, Dawn H. Siegel Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorEnza Maria Valente, Enza Maria Valente IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorAnnet Van Hagen, Annet Van Hagen VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorLiselot Van Hest, Liselot Van Hest VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorKeith K. Vaux, Keith K. Vaux Department of Pediatrics, Division of Dysmorphology and Teratology, University of California, San Diego, San Diego, CaliforniaSearch for more papers by this authorAsuncion Vicente, Asuncion Vicente Department of Dermatology, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorLisa Weibel, Lisa Weibel Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat The Prenatal Diagnosis and Medical Genetics Program, Mount Sinai Hospital, Toronto, Ontario, CanadaSearch for more papers by this authorMiikka Vikkula, Corresponding Author Miikka Vikkula [email protected] Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumHuman Molecular Genetics (GEHU), de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Avenue Hippocrate 74(+5), bp. 75.39, B-1200 Brussels, BelgiumSearch for more papers by this author First published: 29 April 2008 https://doi.org/10.1002/humu.20746Citations: 312 † Communicated by Peter Byers AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Abstract Capillary malformation-arteriovenous malformation (CM-AVM) is a newly recognized autosomal dominant disorder, caused by mutations in the RASA1 gene in six families. Here we report 42 novel RASA1 mutations and the associated phenotype in 44 families. The penetrance and de novo occurrence were high. All affected individuals presented multifocal capillary malformations (CMs), which represent the hallmark of the disorder. Importantly, one-third had fast-flow vascular lesions. Among them, we observed severe intracranial AVMs, including vein of Galen aneurysmal malformation, which were symptomatic at birth or during infancy, extracranial AVM of the face and extremities, and Parkes Weber syndrome (PKWS), previously considered sporadic and nongenetic. These fast-flow lesions can be differed from the other two genetic AVMs seen in hereditary hemorrhagic telangiectasia (HHT) and in phosphatase and tensin homolog (PTEN) hamartomatous tumor syndrome. Finally, some CM-AVM patients had neural tumors reminiscent of neurofibromatosis type 1 or 2. This is the first extensive study on the phenotypes associated with RASA1 mutations, and unravels their wide heterogeneity. Hum Mutat 29(7), 959–965, 2008. © 2008 Wiley-Liss, Inc. REFERENCES Abdalla SA, Letarte M. 2006. Hereditary haemorrhagic telangiectasia: current views on genetics and mechanisms of disease. J Med Genet 43: 97– 110. Bos JL. 1989. Ras oncogenes in human cancer: a review. Cancer Res 49: 4682– 4689. Brancati F, Valente EM, Tadini G, Caputo V, Di Benedetto A, Gelmetti C, Dallapiccola B. 2003. Autosomal dominant hereditary benign telangiectasia maps to the CMC1 locus for capillary malformation on chromosome 5q14. J Med Genet 40: 849– 853. Brouillard P, Boon LM, Mulliken JB, Enjolras O, Ghassibe M, Warman ML, Tan OT, Olsen BR, Vikkula M. 2002. Mutations in a novel factor, glomulin, are responsible for glomuvenous malformations (“glomangiomas”). Am J Hum Genet 70: 866– 874. Ceballos-Quintal JM, Pinto-Escalante D, Castillo-Zapata I. 1996. A new case of Klippel-Trenaunay-Weber (KTW) syndrome: evidence of autosomal dominant inheritance. Am J Med Genet 63: 426– 427. Eerola I, Boon LM, Watanabe S, Grynberg H, Mulliken JB, Vikkula M. 2002. Locus for susceptibility for familial capillary malformation (‘port-wine stain’) maps to 5q. Eur J Hum Genet 10: 375– 380. Eerola I, Boon LM, Mulliken JB, Burrows PE, Dompmartin A, Watanabe S, Vanwijck R, Vikkula M. 2003. Capillary malformation-arteriovenous malformation, a new clinical and genetic disorder caused by RASA1 mutations. Am J Hum Genet 73: 1240– 1249. Friedman E, Gejman PV, Martin GA, McCormick F. 1993. Nonsense mutations in the C-terminal SH2 region of the GTPase activating protein (GAP) gene in human tumours. Nat Genet 5: 242– 247. Gault J, Shenkar R, Recksiek P, Awad IA. 2005. Biallelic somatic and germ line CCM1 truncating mutations in a cerebral cavernous malformation lesion. Stroke 36: 872– 874. Happle R. 1987. Lethal genes surviving by mosaicism: a possible explanation for sporadic birth defects involving the skin. J Am Acad Dermatol 16: 899– 906. Henkemeyer M, Rossi DJ, Holmyard DP, Puri MC, Mbamalu G, Harpal K, Shih TS, Jacks T, Pawson T. 1995. Vascular system defects and neuronal apoptosis in mice lacking ras GTPase-activating protein. Nature 377: 695– 701. Kolanczyk M, Kossler N, Kuhnisch J, Lavitas L, Stricker S, Wilkening U, Manjubala I, Fratzl P, Sporle R, Herrmann BG, Parada LF, Kornak U, Mundlos S. 2007. Multiple roles for neurofibromin in skeletal development and growth. Hum Mol Genet 16: 874– 886. Kulkarni SV, Gish G, van der Geer P, Henkemeyer M, Pawson T. 2000. Role of p120 Ras-GAP in directed cell movement. J Cell Biol 149: 457– 470. Morgan T, McDonald J, Anderson C, Ismail M, Miller F, Mao R, Madan A, Barnes P, Hudgins L, Manning M. 2002. Intracranial hemorrhage in infants and children with hereditary hemorrhagic telangiectasia (Osler-Weber-Rendu syndrome). Pediatrics 109: E12. Mulliken JB, Young AE. 1988. Vascular birthmarks: hemangiomas and malformations. Philadelphia: W.B. Saunders. p 264– 265. Parkes Weber F. 1918. Hemangiectatic hypertrophy of limbs-congenital phlebarteriectasis and so-called congenital varicose veins. Brit J Child Dis 15: 13– 17. Parkinson D. 1999. AVMs and neurofibromatosis. Surg Neurol 52: 325– 326. Robertson D. 1957. Congenital arteriovenous fistulae of the extremities. Postgrad Med J 32: 7– 13. Rodriguez-Jadraque R, Martinez-Salio A, Garcia de Alvaro MT, Porta-Etessam J, Torres-Mohedas J, Mateos-Beato F. 2000. [Arteriovenous malformation in neurofibromatosis type 1. A case report and review of the literature]. Rev Neurol 31: 1043– 1045. Suh DC, Alvarez H, Bhattacharya JJ, Rodesch G, Lasjaunias PL. 2001. Intracranial haemorrhage within the first two years of life. Acta Neurochir (Wien) 143: 997– 1004. Tan WH, Baris HN, Burrows PE, Robson CD, Alomari AI, Mulliken JB, Fishman SJ, Irons MB. 2007. The spectrum of vascular anomalies in patients with PTEN mutations: implications for diagnosis and management. J Med Genet 44: 594– 602. Tos M, Stangerup SE, Caye-Thomasen P, Tos T, Thomsen J. 2004. What is the real incidence of vestibular schwannoma? Arch Otolaryngol Head Neck Surg 130: 216– 220. Westacott S, Mohan D, Norman PF, Strachan WE, Paxton RM. 1988. MRI diagnosis of vertebral arteriovenous malformations in neurofibromatosis. Br J Neurosurg 2: 385– 389. Wu M, Wallace MR, Muir D. 2006. Nf1 haploinsufficiency augments angiogenesis. Oncogene 25: 2297– 2303. Yue Y, Lypowy J, Hedhli N, Abdellatif M. 2004. Ras GTPase-activating protein binds to Akt and is required for its activation. J Biol Chem 279: 12883– 12889. Zhou XP, Marsh DJ, Hampel H, Mulliken JB, Gimm O, Eng C. 2000. Germline and germline mosaic PTEN mutations associated with a Proteus-like syndrome of hemihypertrophy, lower limb asymmetry, arteriovenous malformations and lipomatosis. Hum Mol Genet 9: 765– 768. Citing Literature Volume29, Issue7July 2008Pages 959-965 ReferencesRelatedInformation

The homodimeric transmembrane receptor natriuretic peptide receptor B (NPR-B [also known as guanylate cyclase B, GC-B, and GUC2B]; gene name NPR2) produces cytoplasmic cyclic GMP from GTP on binding its extracellular ligand, C-type natriuretic peptide (CNP). CNP has previously been implicated in the regulation of skeletal growth in transgenic and knockout mice. The autosomal recessive skeletal dysplasia known as “acromesomelic dysplasia, type Maroteaux” (AMDM) maps to an interval that contains NPR2. We sequenced DNA from 21 families affected by AMDM and found 4 nonsense mutations, 4 frameshift mutations, 2 splice-site mutations, and 11 missense mutations. Molecular modeling was used to examine the putative protein change brought about by each missense mutation. Three missense mutations were tested in a functional assay and were found to have markedly deficient guanylyl cyclase activity. We also found that obligate carriers of NPR2 mutations have heights that are below the mean for matched controls. We conclude that, although NPR-B is expressed in a number of tissues, its major role is in the regulation of skeletal growth. The homodimeric transmembrane receptor natriuretic peptide receptor B (NPR-B [also known as guanylate cyclase B, GC-B, and GUC2B]; gene name NPR2) produces cytoplasmic cyclic GMP from GTP on binding its extracellular ligand, C-type natriuretic peptide (CNP). CNP has previously been implicated in the regulation of skeletal growth in transgenic and knockout mice. The autosomal recessive skeletal dysplasia known as “acromesomelic dysplasia, type Maroteaux” (AMDM) maps to an interval that contains NPR2. We sequenced DNA from 21 families affected by AMDM and found 4 nonsense mutations, 4 frameshift mutations, 2 splice-site mutations, and 11 missense mutations. Molecular modeling was used to examine the putative protein change brought about by each missense mutation. Three missense mutations were tested in a functional assay and were found to have markedly deficient guanylyl cyclase activity. We also found that obligate carriers of NPR2 mutations have heights that are below the mean for matched controls. We conclude that, although NPR-B is expressed in a number of tissues, its major role is in the regulation of skeletal growth.

We observed two unrelated consanguineous families with malformation syndromes sharing anophthalmia and distinct eyebrows as common signs, but differing for alveolar capillary dysplasia or complex congenital heart defect in one and diaphragmatic hernia in the other family. Homozygosity mapping revealed linkage to a common locus on chromosome 15, and pathogenic homozygous mutations were identified in STRA6, a member of a large group of “stimulated by retinoic acid” genes encoding novel transmembrane proteins, transcription factors, and secreted signaling molecules or proteins of largely unknown function. Subsequently, homozygous STRA6 mutations were also demonstrated in 3 of 13 patients chosen on the basis of significant phenotypic overlap to the original cases. While a homozygous deletion generating a premature stop codon (p.G50AfsX22) led to absence of the immunoreactive protein in patient’s fibroblast culture, structural analysis of three missense mutations (P90L, P293L, and T321P) suggested significant effects on the geometry of the loops connecting the transmembrane helices of STRA6. Two further variations in the C-terminus (T644M and R655C) alter specific functional sites, an SH2-binding motif and a phosphorylation site, respectively. STRA6 mutations thus define a pleiotropic malformation syndrome representing the first human phenotype associated with mutations in a gene from the “STRA” group. We observed two unrelated consanguineous families with malformation syndromes sharing anophthalmia and distinct eyebrows as common signs, but differing for alveolar capillary dysplasia or complex congenital heart defect in one and diaphragmatic hernia in the other family. Homozygosity mapping revealed linkage to a common locus on chromosome 15, and pathogenic homozygous mutations were identified in STRA6, a member of a large group of “stimulated by retinoic acid” genes encoding novel transmembrane proteins, transcription factors, and secreted signaling molecules or proteins of largely unknown function. Subsequently, homozygous STRA6 mutations were also demonstrated in 3 of 13 patients chosen on the basis of significant phenotypic overlap to the original cases. While a homozygous deletion generating a premature stop codon (p.G50AfsX22) led to absence of the immunoreactive protein in patient’s fibroblast culture, structural analysis of three missense mutations (P90L, P293L, and T321P) suggested significant effects on the geometry of the loops connecting the transmembrane helices of STRA6. Two further variations in the C-terminus (T644M and R655C) alter specific functional sites, an SH2-binding motif and a phosphorylation site, respectively. STRA6 mutations thus define a pleiotropic malformation syndrome representing the first human phenotype associated with mutations in a gene from the “STRA” group. Clinical anophthalmia (AO) is the complete absence of the eye and may be the most severe end of a clinical spectrum of ocular malformations including microphthalmia (MO), which is a small eye usually defined in terms of corneal diameter or axial length.1Morrison D FitzPatrick D Hanson I Williamson K van Heyningen V Fleck B Jones I Chalmers J Campbell H National study of microphthalmia, anophthalmia, and coloboma (MAC) in Scotland: investigation of genetic aetiology.J Med Genet. 2002; 39: 16-22Crossref PubMed Scopus (191) Google Scholar Estimates of the birth prevalence of anophthalmia and microphthalmia from well-maintained population-based registers are 14 and 3 per 100,000 births, respectively.1Morrison D FitzPatrick D Hanson I Williamson K van Heyningen V Fleck B Jones I Chalmers J Campbell H National study of microphthalmia, anophthalmia, and coloboma (MAC) in Scotland: investigation of genetic aetiology.J Med Genet. 2002; 39: 16-22Crossref PubMed Scopus (191) Google Scholar Autosomal recessive origin is likely in ∼10% of cases.2Vogt G Puho E Czeizel AE A population-based case-control study of isolated anophthalmia and microphthalmia.Eur J Epidemiol. 2005; 20: 939-946Crossref PubMed Scopus (9) Google ScholarCHX10 mutations have been shown to underlie autosomal recessive isolated clinical anophthalmia in two families3Bar-Yosef U Abuelaish I Harel T Hendler N Ofir R Birk OS CHX10 mutations cause non-syndromic microphthalmia/ anophthalmia in Arab and Jewish kindreds.Hum Genet. 2004; 115: 302-309Crossref PubMed Scopus (68) Google Scholar and microphthalmia with cataract and abnormalities of the iris,4Ferda Percin E Ploder LA Yu JJ Arici K Horsford DJ Rutherford A Bapat B Cox DW Duncan AM Kalnins VI et al.Human microphthalmia associated with mutations in the retinal homeobox gene CHX10.Nat Genet. 2000; 25: 397-401Crossref PubMed Scopus (243) Google Scholar whereas syndromic autosomal dominant anophthalmia has been associated with mutations in SOX2.5Fantes J Ragge NK Lynch SA McGill NI Collin JR Howard-Peebles PN Hayward C Vivian AJ Williamson K van Heyningen V et al.Mutations in SOX2 cause anophthalmia.Nat Genet. 2003; 33: 461-463Crossref PubMed Scopus (430) Google Scholar According to a national study on microphthalmia, anophthalmia, and coloboma, 33% of cases had one or more associated major malformations, and 21% had learning disabilities.1Morrison D FitzPatrick D Hanson I Williamson K van Heyningen V Fleck B Jones I Chalmers J Campbell H National study of microphthalmia, anophthalmia, and coloboma (MAC) in Scotland: investigation of genetic aetiology.J Med Genet. 2002; 39: 16-22Crossref PubMed Scopus (191) Google Scholar As only a few of the latter syndromal cases had features of recognized entities, it was assumed that several new syndrome diagnoses are yet to be delineated in this group. To increase the understanding of syndromic anophthalmia, we performed positional cloning in two unrelated consanguineous families with new, apparently not yet reported conditions, including clinical anophthalmia and variable malformations of the lung, the heart, and the diaphragm, as well as mental retardation. This work was performed as part of our research study addressing the genetics of mental retardation, which was approved by the research ethics committee of the University of Erlangen-Nuremberg. The proband in family 1 (IV:2 in fig. 1A) was a female infant born at 33 wk of gestation following a pregnancy during which bilateral anophthalmia had been diagnosed by ultrasound scan at 16 wk of gestation. She had normal intrauterine growth, with a birth length of 49 cm (97th percentile), weight 2,035 g (50th percentile), and head circumference 32 cm (75th percentile). In the perinatal period, bilateral clinical anophthalmia was confirmed. Additional malformations were noted at that time: right-sided pelvic kidney, circulatory nonrelevant pulmonic valve stenosis, and persistent ductus arteriosus, which was surgically closed at the age of 3 wk. When assessed at the age of 2 mo, growth was normal, with the crown-to-heel length (50 cm) and weight (3,200 g) at the age of 2 mo corresponding to the 10th–25th percentile for prematurely born girls, whereas head circumference (35 cm) corresponded to the 25th–50th percentile. She had mild facial dysmorphism, with marked blepharophimosis with an unusual trichoglyphic pattern of the eyebrows, which were broad, flaring, and only upward growing (fig. 2E). She had a broad nasal bridge, micrognathia, and large, low-set ears (fig. 2A and 2B). Cerebral magnetic resonance imaging (MRI) showed no abnormality of brain structure and showed visible optic nerves and chiasm. Mechanical ventilatory support was required from birth, because of persistent respiratory insufficiency. Chest CT at the age of 6 wk showed no evidence of pulmonary malformations, lymphangiectasia, or interstitial lung disease. Open lung biopsy performed at the age of 2.5 mo revealed a reduced number of alveolar units and pulmonary capillary vessels with thickening of the interalveolar septa, as well as medial thickening of small pulmonary arteries with muscularization, which are the key features of alveolar capillary dysplasia (MIM 235680) (fig. 2G) without misalignment of lung vessels. She did not show any psychomotor development and, despite high-dose steroid treatment, she was extubated for only 13 d before dying at the age of 6 mo from respiratory insufficiency. The family history was significant. The parents are first cousins of Turkish origin. The paternal uncle of the proband, who was also married to his half-cousin, had a daughter with bilateral anophthalmia, who died at the age of 2 d from a complex cyanotic congenital heart defect with atresia of the pulmonary artery and single ventricle (IV:4 in fig. 1A). She had normal intrauterine growth, with a birth length of 51 cm (25th–50th percentile), weight 3,240 g (25th–50th percentile), and head circumference 36 cm (75th percentile). Karyotype, metabolic screen, and cerebral and renal ultrasound all showed normal results. Parents consented to postmortem examination of thoracic organs, which confirmed the single ventricle with atresia of the pulmonary artery.Figure 2A–D, Frontal and lateral views of patient IV:2 of family 1 at age 6 mo (A and B) and patient IV:1 of family 2 at age 13 years (C and D). Note similar mild dysmorphism with broad, flaring, and only upward-growing eyebrows; broad nasal bridge; large, low-set ears; and receding chin. E and F, Close-up of right eyebrows of IV:2 of family 1 (E) and IV:1 of family 2 (F). G, Hematoxylin-eosin staining of lung biopsy, showing deficiency in the number of alveolar units and pulmonary capillary vessels with thickening of the interalveolar septa.View Large Image Figure ViewerDownload Hi-res image Download (PPT) The proband in family 2 (IV:1 in fig. 1B) was a 14-year-old boy with bilateral clinical anophthalmia, diaphragmatic hernia, and profound mental retardation, with a performance IQ estimated to be <20. He was the eldest son of a healthy consanguineous couple of Turkish origin. When assessed at the age of 13 years 3 mo, he had severe short stature (height 123 cm [−4.47 SD]; weight 21 kg [BMI −2.95]) with relative preservation of head growth (occipitofrontal circumference 51 cm [3rd percentile]). He had no speech and had no obvious receptive language skills. Although he used a wheelchair, he was able to take a few steps when supported. He had both an atrial and a ventricular septal defect, which did not require any therapy. Cerebral MRI performed at the age of 4 years showed a structurally normal brain, apart from absent optic nerves. He had mild facial dysmorphism with severe blepharophimosis and an unusual trichoglyphic pattern of both eyebrows similar to that seen in family 1 (fig. 2F). He had a broad nasal bridge, micrognathia, and large, low-set ears (fig. 2C and 2D). He had a healthy brother and sister. His mother had had one termination of pregnancy because of perceived high risk and another pregnancy that was terminated at 23 wk gestation after a diagnosis of bilateral anophthalmia and severe diaphragmatic hernia on antenatal ultrasound scan (IV:3). The fetus showed mild facial dysmorphism similar to that of the probands in this family and family 1. Parents did not consent to postmortem examination but agreed to skin biopsy for fibroblast culture. To identify the underlying disease genes, a genomewide linkage scan was performed using the Affymetrix GeneChip Human Mapping 10K SNP array Xba142 (version 2.0) and both affected and unaffected individuals from both families. The sex of each sample was verified by counting heterozygous SNPs on the X chromosome. Relationship errors were evaluated with the help of the program Graphical Relationship Representation.6Abecasis GR Cherny SS Cookson WO Cardon LR GRR: graphical representation of relationship errors.Bioinformatics. 2001; 17: 742-743Crossref PubMed Scopus (345) Google Scholar The program PedCheck was applied to detect Mendelian errors,7O’Connell JR Weeks DE PedCheck: a program for identification of genotype incompatibilities in linkage analysis.Am J Hum Genet. 1998; 63: 259-266Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (1822) Google Scholar and data for SNPs with such errors were removed from the data set. Non-Mendelian errors were identified by use of the program MERLIN,8Abecasis GR Cherny SS Cookson WO Cardon LR Merlin—rapid analysis of dense genetic maps using sparse gene flow trees.Nat Genet. 2002; 30: 97-101Crossref PubMed Scopus (2780) Google Scholar and unlikely genotypes for related samples were deleted. LOD score calculations were performed using the Allegro program,9Gudbjartsson DF Jonasson K Frigge ML Kong A Allegro, a new computer program for multipoint linkage analysis.Nat Genet. 2000; 25: 12-13Crossref PubMed Scopus (674) Google Scholar under the assumption of autosomal recessive inheritance with full penetrance. The parametric analysis unveiled the expected maximum multipoint LOD score of 2.9 on chromosome 15 (q23-25.1) in family 1 for a region of ∼15 cM (fig. 3A) and multiple possible loci in family 2, including the same locus on chromosome 15 with the expected maximum LOD score of 1.9 (fig. 3B). Parametric and nonparametric linkage analysis of both families together revealed a single maximum LOD score of 4.8 for the region 15q23-25.1, which was also achieved when allowing for locus heterogeneity (HLOD) (fig. 3C). Haplotypes were reconstructed with ALLEGRO and were presented graphically with HaploPainter.10Thiele H Nurnberg P HaploPainter: a tool for drawing pedigrees with complex haplotypes.Bioinformatics. 2005; 21: 1730-1732Crossref PubMed Scopus (231) Google Scholar This latter program also reveals informative SNP markers as points of recombination between parental haplotypes. All data handling was performed using the graphical user interface ALOHOMORA.11Ruschendorf F Nurnberg P ALOHOMORA: a tool for linkage analysis using 10K SNP array data.Bioinformatics. 2005; 21: 2123-2125Crossref PubMed Scopus (152) Google Scholar Haplotype reconstruction showed homozygosity for two different alleles at the same 12-Mb region between markers SNP_A-1511966 (rs1822829) and SNP_A-1509050 (rs1077965) in affected children from both families (fig. 4).Figure 4Haplotype analyses on chromosome 15q23-25.1, showing homozygous markers linked to the disease locus in family 1 (A) and family 2 (B). According to the NCBI human genome overview page, build 35.1, the flanking markers SNP_A-1511966 (rs1822829) and SNP_A-1509050 (rs1077965) span a region of ∼12 Mb between 65.21 and 77.85 Mb from pter.View Large Image Figure ViewerDownload Hi-res image Download (PPT) This critical region contained >280 known and predicted genes annotated in the UCSC database. After evaluation of the available data on developmental expression and function of each of the genes, we selected two for mutational analysis. UACA (encoding uveal autoantigen with coiled-coil domains and ankyrin repeats protein) was selected because it plays an important role in the regulation of stress-induced apoptosis and because it is expressed in heart and in choroid, retina, and eye muscles, among other tissues, according to the SwissProt protein database. STRA6 (FLJ12541; Stra for “stimulated by retinoic acid”) was chosen because of its involvement in the retinoic acid pathway and its therefore likely role in morphogenesis, as well as reported expression in mouse tissues corresponding to affected organs in our patients. Sequencing of UACA revealed no mutation in the probands of family 1 (IV:2) and 2 (IV:1). Sequence analysis of all 20 exons (fig. 5A) and intronic flanking regions of STRA6 revealed single-nucleotide variants in both families. A homozygous missense mutation in exon 12, c.878C→T (P293L), was found in the affected child IV:2 of family 1 (fig. 1C). A homozygous frameshift mutation leading to a premature stop codon (c.145_147delC; p.G50AfsX22) in exon 4 was demonstrated in both affected children of family 2 (fig. 1D). Both mutations were shown to cosegregate with the disease phenotype in the respective families (fig. 1A and 1B). After the identification of STRA6 mutations in these families, the mutational analysis was extended using a cohort of 13 unrelated white patients selected on the basis of having a severe eye malformation and malformations of the diaphragm or one of the latter associated with malformations of the lungs or heart (table 1). This analysis led to the identification of four further homozygous amino acid changes (P90L, T321P, T644M, and R655C) in STRA6 in three patients (tables 1 and 2 and fig. 5A). Parental heterozygosity for the respective mutation was proved in families for which parental samples were available (MWS1-EE and MWS4-BE). Patient MWS6-BK carries two of these missense mutations (P90L and T321P), both homozygously, but no other family members were available for further analysis. None of the mutations were found in a panel of 190 healthy, adult white control individuals. Further support for the pathogenicity of the missense mutations was provided by the demonstration that each of the substituted amino acids was evolutionarily conserved, which was done using multiple sequence alignments by ClustalW (fig. 5B). RT-PCR analysis of RNA isolated from cultured fibroblasts of the affected aborted fetus (IV:3) from family 2, which harbored the premature stop mutation, showed detectable levels of the mutated STRA6 transcript with and without puromycin treatment (fig. 6A). Western blot analysis of protein extracted from these fibroblasts was performed using a rabbit polyclonal antibody raised to the C-terminal region of STRA612Sapin V Bouillet P Oulad-Abdelghani M Dastugue B Chambon P Dolle P Differential expression of retinoic acid-inducible (Stra) genes during mouse placentation.Mech Dev. 2000; 92: 295-299Crossref PubMed Scopus (42) Google Scholar (kindly supplied by Pierre Chambon). This showed absence of immunoreactive protein in the patient’s fibroblasts (fig. 6B). RT-PCR on normal adult human mRNAs from different tissues confirmed the broad expression pattern previously found in mice (fig. 7A). Detailed analysis of distinct parts of an adult human eye revealed expression in sclera, retina, retinal pigment epithelium, and trabecular mashwork but not in choroid and iris (fig. 7B).Table 1Overview of Phenotype in Patients Investigated for STRA6 MutationsPatientMutationParental ConsanguinityEyeLungDiaphragmHeartPalateKidneyUterusAge at DeathOtherFam1-IV:2P293L+b AOACD−PSt, PDA−Pelvic−6 moPTB 33 weeks, DDFam1-IV:4NA+b AO−−CHD,PA−−−2 dFam2-IV:1p.G50AfsX22+b AO−CDHASD, VSD−−−Alive at age 14 years, profound MR, SOSFam2-IV:3p.G50AfsX22+b AO−CDH−−−−TOPMWS1-EER655C+b AOHypoDE3 moInguinal hernia, severe hypotonia, failure to thrive BrotherNA+b AO−−TAC-IV, RAA, PDA, PA−−−22 moSOSMWS4-BET644M−b AOHypoCDHb hydronephrosisAlive at age 3 mo BrotherNA−?Hypo, unilo−TOF, PDA−Horseshoe−1 dUndescended testes, hypoplastic renal arteries SisterNA−b AOHypo, unilo−PDA, CoA−−Dysplasia1 dMWS6-BKP90L, T321P+b AOHypoCDH, DEPDAHypoBicornuate1 dPTB 36 wk, Meckel diverticleMWS2-FA−+b Col−CDH−−−−Skin patches, brittle hairMWS3-KH−−b MO−CDH−−−−MO: extremeMWS5-LR−−Col−CDH−−−−RHP006.070−−b MO−b DE−−−−MO: extreme, MRGM23728−−b MOHypo, uniloDE, hypoHypo Pa, CoADysplasticNeonatalAbnormal cornea and irisAvdW22260 -Twin1−−−HypoCDH−−−−1 dPTB (28 wk) Twin 2−−−HypoCDH−CP−−1 dPTB (28 wk)AS20861-FF264−−ri MO−CDH−−−−MO: max. diameter 9 mm at age 13 mo with internal, dense calcification within the globe, and a larger, inferiorly located benign cyst measuring 2.5 cm; DD (11 mo level at age 13 mo)CD50396−−b AOHypoDEVSDCP−Hypo, bicornuate1 dMatthew-Woods syndrome, hypoplastic spleen, hypoplastic alae nasiPM22479−+−−CDH−−−−NeonatalSuspected Donnai-Barrow syndrome (MIM 222448), large omphalocele, hypoplasia of corpus callosum, enlarged ventricles, extreme hypertelomerism BrotherNA+−−CDHASDb CLP−−NeonatalSuspected Donnai-Barrow syndrome (MIM 222448), hypoplasia of corpus callosum, enlarged ventricles, extreme hypertelomerismPB-E03_053−−b MO−CDH−−−−−MO: severe, b inguinal hernia, sparse hair, brachycephaly, MR, spasticity, alive at 10 yearsNote.—ACD = alveolar capillary dysplasia; AO = anophthalmia; ASD = artrial septal defect; b = bilateral; CDH = congenital diaphragmatic hernia; CHD = congenital heart defect; C(L)P = cleft (lip) palate; CoA = coarctation of aorta; Col = coloboma; DD = developmental delay; DE = diaphragmatic eventration; Hypo = hypoplastic; MO = microphthalmia; MR = mental retardation; NA = not analyzed; Pa = pulmonary artery; PA = atresia of pulmonary artery; PDA = persistent ductus arteriosus; PSt = pulmonic valve stenosis; PTB = preterm birth; RAA = right aortic arch; ri = right sided; SOS = postnatal shortness of stature; TAC = truncus arteriosus communis; TOF = tetralogy of Fallot; TOP = termination of pregnancy; unilob = unilobular lung; VSD = ventricular septal defect. Open table in a new tab Table 2Overview of STRA6 MutationsAlterationaAll mutations were homozygous.PatientExonGenomicProteinFam1-IV:212c.878C→TP293LFam2-IV:14c.145-147delCp.G50AfsX22Fam2-IV:34c.145-147delCp.G50AfsX22MWS1-EE20c.1963C→TR655CMWS4-BE20c.1931C→TT644MMWS6-BK6, 13c.269C→T, c.961A→CP90L, T321Pa All mutations were homozygous. Open table in a new tab Figure 6Characterization of mutations. A, STRA6 RT-PCR on cultured fibroblast cells from the affected fetus (IV:3, family 2) and from a healthy individual (C) grown in the absence and the presence of puromycin (p−/p+) as inhibitor of translation, respectively, showing no evidence for early nonsense-mediated mRNA decay; (+) positive control, (−) negative control. B, Western blot analysis of cultured fibroblast protein cell extract showing a STRA6 protein band in two human healthy control lanes (indicated as “WT”) but not in the two lanes with the homozygous mutant c.145_147delC (from IV:3, family 2). C, Model showing the effect of the P293L mutation (right) on the STRA6 structure in comparison with the wild type (left). The membrane is indicated by a dotted line. The transmembrane helix (A300-V319) that is proximal to the site of the mutation is shown in ribbon presentation, and the two adjacent helices are indicated by cylinders. In the wild type, residue P293 represents the N-terminal cap of a helix starting at L294, whereas the L293 present in the mutant allows an N-terminal extension of the helix, now starting at H291 and changing the topology of the respective loop. Therefore, the P293L mutation is predicted to cause an extension of the helix by three residues, thus affecting the structure and orientation of the respective loop. Moreover, it is important to note that V319 is also the N-terminal residue of an extremely short loop (maximum predicted length between aa 319 and aa 326), in which a second mutation (T321P) has been identified.View Large Image Figure ViewerDownload Hi-res image Download (PPT)Figure 7Expression pattern of STRA6 determined by RT-PCR in normal adult human (A) and eye (B) tissues. RPE = Retinal pigment epithelium; TM = Trabecular meshwork.View Large Image Figure ViewerDownload Hi-res image Download (PPT) Note.— ACD = alveolar capillary dysplasia; AO = anophthalmia; ASD = artrial septal defect; b = bilateral; CDH = congenital diaphragmatic hernia; CHD = congenital heart defect; C(L)P = cleft (lip) palate; CoA = coarctation of aorta; Col = coloboma; DD = developmental delay; DE = diaphragmatic eventration; Hypo = hypoplastic; MO = microphthalmia; MR = mental retardation; NA = not analyzed; Pa = pulmonary artery; PA = atresia of pulmonary artery; PDA = persistent ductus arteriosus; PSt = pulmonic valve stenosis; PTB = preterm birth; RAA = right aortic arch; ri = right sided; SOS = postnatal shortness of stature; TAC = truncus arteriosus communis; TOF = tetralogy of Fallot; TOP = termination of pregnancy; unilob = unilobular lung; VSD = ventricular septal defect. Both the function and the tertiary structure of STRA6 peptide are unknown. To explain the potential effects of the missense mutations, we performed secondary structure analysis by use of three different prediction programs (TMHMM,13Krogh A Larsson B von Heijne G Sonnhammer EL Predicting transmembrane protein topology with a hidden Markov model: application to complete genomes.J Mol Biol. 2001; 305: 567-580Crossref PubMed Scopus (9122) Google ScholarTMpred,14Reddy EP Korapati A Chaturvedi P Rane S IL-3 signaling and the role of Src kinases, JAKs and STATs: a covert liaison unveiled.Oncogene. 2000; 19: 2532-2547Crossref PubMed Scopus (191) Google Scholar and TopPred15Claros MG von Heijne G TopPred II: an improved software for membrane protein structure predictions.Comput Appl Biosci. 1994; 10: 685-686PubMed Google Scholar), which suggested that STRA6 has between 8 and 12 transmembrane helices. Accordingly, three missense mutations (P90L, P293L, and T321P) are predicted to be located in loops connecting these transmembrane helices, whereas two missense mutations (T644M and R655C) are located in the evolutionary conserved C-terminal region of the protein. Analysis of the secondary structure outside the transmembrane segments was performed using a consensus secondary prediction from the [email protected] server.16Combet C Blanchet C Geourjon C Deleage G [email protected]: network protein sequence analysis.Trends Biochem Sci. 2000; 25: 147-150Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (1435) Google Scholar This approach suggested that the mutations P293L and P90L increase the extent of helical structures in STRA6, resulting in an extension of the transmembrane helix (P293L) (fig. 6C) and the formation of a novel helix within a loop (P90L). As a consequence, the topology of the loops is altered, and numerous conserved residues are brought into a different orientation with respect to the membrane. Amino acid T321 was also predicted to be located in an extremely short loop (maximum length comprising residues 319–326) connecting two transmembrane helices. As a consequence of the T321P mutation, a rigid diproline-motif (P320–P321) is generated that is probably incompatible with the sterically demanding topology of this tight loop (fig. 6C). Thus, mutants P90L and T321P, observed homozygously in the same patient, are both expected to have significant effects on the secondary and tertiary structure of the loops in STRA6. In contrast, mutations T644M and R655C are predicted by the ELM program17Puntervoll P Linding R Gemund C Chabanis-Davidson S Mattingsdal M Cameron S Martin DM Ausiello G Brannetti B Costantini A et al.ELM server: a new resource for investigating short functional sites in modular eukaryotic proteins.Nucleic Acids Res. 2003; 31: 3625-3630Crossref PubMed Scopus (519) Google Scholar to impair functional sites at the C-terminal region. T644M alters the STAT5 Src Homology 2 (SH2) domain binding motif, YTLL, which triggers the JAK2/STAT5 signaling cascade. STAT5 and related members of the STAT family are activated in different tissues by means of a series of ligands and are involved in interferon signaling, development of the mammary gland, response to growth hormone, and embryogenesis.18Calo V Migliavacca M Bazan V Macaluso M Buscemi M Gebbia N Russo A STAT proteins: from normal control of cellular events to tumorigenesis.J Cell Physiol. 2003; 197: 157-168Crossref PubMed Scopus (525) Google Scholar R655C alters the invariant arginine of the R-X-[ST] consensus sequence representing a phosphorylation site of proteinkinase A19Shabb JB Physiological substrates of cAMP-dependent protein kinase.Chem Rev. 2001; 101: 2381-2411Crossref PubMed Scopus (282) Google Scholar and therefore probably alters the successive signal transduction pathways. The phenotype of the three patients detected on the follow-up mutation analysis shows remarkable overlap with that of the initial cases, with bilateral clinical anophthalmia and normal birth measurements as consistent features. The healthy parents of patient MWS1-EE are distantly related through a common great-great-grandparent. After a pregnancy remarkable for polyhydramnion, MWS1-EE was born at term with normal measurements (weight 3,130 g [10th–25th percentile], length 50 cm [10th–25th percentile], and head circumference 35 cm [25th–50th percentile]). Because of respiratory insufficiency, ventilatory support was needed for 4 d. The boy showed bilateral anophthalmia, left-sided diaphragmatic eventration, and right-sided inguinal hernia. He had severe hypotonia, poor feeding, and almost no weight gain until he died at the age of 3 mo. No postmortem examination was performed. The older brother of MWS1-EE also showed bilateral anophthalmia, with only remains of nervi optici detected at autopsy. In addition, he had truncus arteriosus communis type IV with right-sided aorta, lack of pulmonary arteries, and lung supply by bronchial arteries. He died from a thrombosis of the bronchial arterial branches at the age of 22 mo. Although his birth measurements at 36 wk gestation were normal (weight 2,300 g [10th percentile], length 46 cm [10th–25th percentile], and head circumference 33 cm [25th–50th percentile]), he had short stature at autopsy (length 78 cm [−3.26 SD] and head circumference 48 cm [25th–50th percentile]). He was not able to walk bu

Abstract The standard of care for first-tier clinical investigation of the aetiology of congenital malformations and neurodevelopmental disorders is chromosome microarray analysis (CMA) for copy-number variations (CNVs), often followed by gene(s)-specific sequencing searching for smaller insertion–deletions (indels) and single-nucleotide variant (SNV) mutations. Whole-genome sequencing (WGS) has the potential to capture all classes of genetic variation in one experiment; however, the diagnostic yield for mutation detection of WGS compared to CMA, and other tests, needs to be established. In a prospective study we utilised WGS and comprehensive medical annotation to assess 100 patients referred to a paediatric genetics service and compared the diagnostic yield versus standard genetic testing. WGS identified genetic variants meeting clinical diagnostic criteria in 34% of cases, representing a fourfold increase in diagnostic rate over CMA (8% ; P value=1.42E−05) alone and more than twofold increase in CMA plus targeted gene sequencing (13%; P value=0.0009). WGS identified all rare clinically significant CNVs that were detected by CMA. In 26 patients, WGS revealed indel and missense mutations presenting in a dominant (63%) or a recessive (37%) manner. We found four subjects with mutations in at least two genes associated with distinct genetic disorders, including two cases harbouring a pathogenic CNV and SNV. When considering medically actionable secondary findings in addition to primary WGS findings, 38% of patients would benefit from genetic counselling. Clinical implementation of WGS as a primary test will provide a higher diagnostic yield than conventional genetic testing and potentially reduce the time required to reach a genetic diagnosis.

Over the last two decades, we have extensively studied the genetics of congenital adrenal hyperplasia caused by 21-hydroxylase deficiency (CAH) and have performed 8,290 DNA analyses of the CYP21A2 gene on members of 4,857 families at risk for CAH—the largest cohort of CAH patients reported to date. Of the families studied, 1,507 had at least one member affected with one of three known forms of CAH, namely salt wasting, simple virilizing, or nonclassical CAH. Here, we report the genotype and phenotype of each affected patient, as well as the ethnic group and country of origin for each patient. We showed that 21 of 45 genotypes yielded a phenotypic correlation in our patient cohort. In particular, contrary to what is generally reported in the literature, we found that certain mutations, for example, the P30L, I2G, and I172N mutations, yielded different CAH phenotypes. In salt wasting and nonclassical CAH, a phenotype can be attributed to a genotype; however, in simple virilizing CAH, we observe wide phenotypic variability, particularly with the exon 4 I172N mutation. Finally, there was a high frequency of homozygous I2G and V281L mutations in Middle Eastern and Ashkenazi Jewish populations, respectively. By identifying the predominant phenotype for a given genotype, these findings should assist physicians in prenatal diagnosis and genetic counseling of parents who are at risk for having a child with CAH.