Structural variation (copy number variation [CNV] including deletion and duplication, translocation, inversion) of chromosomes has been identified in some individuals with autism spectrum disorder (ASD), but the full etiologic role is unknown. We performed genome-wide assessment for structural abnormalities in 427 unrelated ASD cases via single-nucleotide polymorphism microarrays and karyotyping. With microarrays, we discovered 277 unbalanced CNVs in 44% of ASD families not present in 500 controls (and re-examined in another 1152 controls). Karyotyping detected additional balanced changes. Although most variants were inherited, we found a total of 27 cases with de novo alterations, and in three (11%) of these individuals, two or more new variants were observed. De novo CNVs were found in ∼7% and ∼2% of idiopathic families having one child, or two or more ASD siblings, respectively. We also detected 13 loci with recurrent/overlapping CNV in unrelated cases, and at these sites, deletions and duplications affecting the same gene(s) in different individuals and sometimes in asymptomatic carriers were also found. Notwithstanding complexities, our results further implicate the SHANK3-NLGN4-NRXN1 postsynaptic density genes and also identify novel loci at DPP6-DPP10-PCDH9 (synapse complex), ANKRD11, DPYD, PTCHD1, 15q24, among others, for a role in ASD susceptibility. Our most compelling result discovered CNV at 16p11.2 (p = 0.002) (with characteristics of a genomic disorder) at ∼1% frequency. Some of the ASD regions were also common to mental retardation loci. Structural variants were found in sufficiently high frequency influencing ASD to suggest that cytogenetic and microarray analyses be considered in routine clinical workup. Structural variation (copy number variation [CNV] including deletion and duplication, translocation, inversion) of chromosomes has been identified in some individuals with autism spectrum disorder (ASD), but the full etiologic role is unknown. We performed genome-wide assessment for structural abnormalities in 427 unrelated ASD cases via single-nucleotide polymorphism microarrays and karyotyping. With microarrays, we discovered 277 unbalanced CNVs in 44% of ASD families not present in 500 controls (and re-examined in another 1152 controls). Karyotyping detected additional balanced changes. Although most variants were inherited, we found a total of 27 cases with de novo alterations, and in three (11%) of these individuals, two or more new variants were observed. De novo CNVs were found in ∼7% and ∼2% of idiopathic families having one child, or two or more ASD siblings, respectively. We also detected 13 loci with recurrent/overlapping CNV in unrelated cases, and at these sites, deletions and duplications affecting the same gene(s) in different individuals and sometimes in asymptomatic carriers were also found. Notwithstanding complexities, our results further implicate the SHANK3-NLGN4-NRXN1 postsynaptic density genes and also identify novel loci at DPP6-DPP10-PCDH9 (synapse complex), ANKRD11, DPYD, PTCHD1, 15q24, among others, for a role in ASD susceptibility. Our most compelling result discovered CNV at 16p11.2 (p = 0.002) (with characteristics of a genomic disorder) at ∼1% frequency. Some of the ASD regions were also common to mental retardation loci. Structural variants were found in sufficiently high frequency influencing ASD to suggest that cytogenetic and microarray analyses be considered in routine clinical workup.

Walker-Warburg syndrome (WWS) is an autosomal recessive developmental disorder characterized by congenital muscular dystrophy and complex brain and eye abnormalities. A similar combination of symptoms is presented by two other human diseases, muscle-eye-brain disease (MEB) and Fukuyama congenital muscular dystrophy (FCMD). Although the genes underlying FCMD (Fukutin) and MEB (POMGnT1) have been cloned, loci for WWS have remained elusive. The protein products of POMGnT1 and Fukutin have both been implicated in protein glycosylation. To unravel the genetic basis of WWS, we first performed a genomewide linkage analysis in 10 consanguineous families with WWS. The results indicated the existence of at least three WWS loci. Subsequently, we adopted a candidate-gene approach in combination with homozygosity mapping in 15 consanguineous families with WWS. Candidate genes were selected on the basis of the role of the FCMD and MEB genes. Since POMGnT1 encodes an O-mannoside N-acetylglucosaminyltransferase, we analyzed the possible implication of O-mannosyl glycan synthesis in WWS. Analysis of the locus for O-mannosyltransferase 1 (POMT1) revealed homozygosity in 5 of 15 families. Sequencing of the POMT1 gene revealed mutations in 6 of the 30 unrelated patients with WWS. Of the five mutations identified, two are nonsense mutations, two are frameshift mutations, and one is a missense mutation. Immunohistochemical analysis of muscle from patients with POMT1 mutations corroborated the O-mannosylation defect, as judged by the absence of glycosylation of α-dystroglycan. The implication of O-mannosylation in MEB and WWS suggests new lines of study in understanding the molecular basis of neuronal migration. Walker-Warburg syndrome (WWS) is an autosomal recessive developmental disorder characterized by congenital muscular dystrophy and complex brain and eye abnormalities. A similar combination of symptoms is presented by two other human diseases, muscle-eye-brain disease (MEB) and Fukuyama congenital muscular dystrophy (FCMD). Although the genes underlying FCMD (Fukutin) and MEB (POMGnT1) have been cloned, loci for WWS have remained elusive. The protein products of POMGnT1 and Fukutin have both been implicated in protein glycosylation. To unravel the genetic basis of WWS, we first performed a genomewide linkage analysis in 10 consanguineous families with WWS. The results indicated the existence of at least three WWS loci. Subsequently, we adopted a candidate-gene approach in combination with homozygosity mapping in 15 consanguineous families with WWS. Candidate genes were selected on the basis of the role of the FCMD and MEB genes. Since POMGnT1 encodes an O-mannoside N-acetylglucosaminyltransferase, we analyzed the possible implication of O-mannosyl glycan synthesis in WWS. Analysis of the locus for O-mannosyltransferase 1 (POMT1) revealed homozygosity in 5 of 15 families. Sequencing of the POMT1 gene revealed mutations in 6 of the 30 unrelated patients with WWS. Of the five mutations identified, two are nonsense mutations, two are frameshift mutations, and one is a missense mutation. Immunohistochemical analysis of muscle from patients with POMT1 mutations corroborated the O-mannosylation defect, as judged by the absence of glycosylation of α-dystroglycan. The implication of O-mannosylation in MEB and WWS suggests new lines of study in understanding the molecular basis of neuronal migration.

Aicardi–Goutières syndrome is an inflammatory disease occurring due to mutations in any of TREX1 , RNASEH2A , RNASEH2B , RNASEH2C , SAMHD1 , ADAR or IFIH1 . We report on 374 patients from 299 families with mutations in these seven genes. Most patients conformed to one of two fairly stereotyped clinical profiles; either exhibiting an in utero disease‐onset (74 patients; 22.8% of all patients where data were available), or a post‐natal presentation, usually within the first year of life (223 patients; 68.6%), characterized by a sub‐acute encephalopathy and a loss of previously acquired skills. Other clinically distinct phenotypes were also observed; particularly, bilateral striatal necrosis (13 patients; 3.6%) and non‐syndromic spastic paraparesis (12 patients; 3.4%). We recorded 69 deaths (19.3% of patients with follow‐up data). Of 285 patients for whom data were available, 210 (73.7%) were profoundly disabled, with no useful motor, speech and intellectual function. Chilblains, glaucoma, hypothyroidism, cardiomyopathy, intracerebral vasculitis, peripheral neuropathy, bowel inflammation and systemic lupus erythematosus were seen frequently enough to be confirmed as real associations with the Aicardi‐Goutieres syndrome phenotype. We observed a robust relationship between mutations in all seven genes with increased type I interferon activity in cerebrospinal fluid and serum, and the increased expression of interferon‐stimulated gene transcripts in peripheral blood. We recorded a positive correlation between the level of cerebrospinal fluid interferon activity assayed within one year of disease presentation and the degree of subsequent disability. Interferon‐stimulated gene transcripts remained high in most patients, indicating an ongoing disease process. On the basis of substantial morbidity and mortality, our data highlight the urgent need to define coherent treatment strategies for the phenotypes associated with mutations in the Aicardi–Goutières syndrome‐related genes. Our findings also make it clear that a window of therapeutic opportunity exists relevant to the majority of affected patients and indicate that the assessment of type I interferon activity might serve as a useful biomarker in future clinical trials. © 2015 Wiley Periodicals, Inc.

American Journal of Medical GeneticsVolume 83, Issue 4 p. 322-325 Fragile X premutation is a significant risk factor for premature ovarian failure: The international collaborative POF in fragile X study—preliminary data Diane J. Allingham-Hawkins, Corresponding Author Diane J. Allingham-Hawkins dallingh@nygh.on.ca Toronto, CanadaMolecular Genetics Laboratory North York General Hospital, 4001 Leslie Street, North York, Ontario, Canada, M2K 1E1Search for more papers by this authorRiyana Babul-Hirji, Riyana Babul-Hirji Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorJeanette J.A. Holden, Jeanette J.A. Holden Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorKathy T. Yang, Kathy T. Yang Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorC. Lee, C. Lee Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorR. Hudson, R. Hudson Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorH. Gorwill, H. Gorwill Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorSarah L. Nolin, Sarah L. Nolin Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorAnne Glicksman, Anne Glicksman Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorEdmund C. Jenkins, Edmund C. Jenkins Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorW. Ted Brown, W. Ted Brown Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorPatricia N. Howard-Peebles, Patricia N. Howard-Peebles Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorCindy Becchi, Cindy Becchi Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorEmilie Cummings, Emilie Cummings Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorLee Fallon, Lee Fallon Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSuzanne Seitz, Suzanne Seitz Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSusan H. Black, Susan H. Black Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorAngela M. Vianna-Morgante, Angela M. Vianna-Morgante Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorSilvia S. Costa, Silvia S. Costa Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorPaulo A. Otto, Paulo A. Otto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorRegina C. Mingroni-Netto, Regina C. Mingroni-Netto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorAnna Murray, Anna Murray Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorJ. Webb, J. Webb Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorF. MacSwinney, F. MacSwinney Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorN. Dennis, N. Dennis Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorPatricia A. Jacobs, Patricia A. Jacobs Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorMaria Syrrou, Maria Syrrou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorIoannis Georgiou, Ioannis Georgiou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorPhillipos C. Patsalis, Phillipos C. Patsalis Nicosia, CyprusSearch for more papers by this authorMaria L. Giovannucci Uzielli, Maria L. Giovannucci Uzielli Florence, ItalySearch for more papers by this authorS. Guarducci, S. Guarducci Florence, ItalySearch for more papers by this authorE. Lapi, E. Lapi Florence, ItalySearch for more papers by this authorA. Cecconi, A. Cecconi Florence, ItalySearch for more papers by this authorU. Ricci, U. Ricci Florence, ItalySearch for more papers by this authorG. Ricotti, G. Ricotti Florence, ItalySearch for more papers by this authorC. Biondi, C. Biondi Florence, ItalySearch for more papers by this authorB. Scarselli, B. Scarselli Florence, ItalySearch for more papers by this authorF. Vieri, F. Vieri Florence, ItalySearch for more papers by this author Diane J. Allingham-Hawkins, Corresponding Author Diane J. Allingham-Hawkins dallingh@nygh.on.ca Toronto, CanadaMolecular Genetics Laboratory North York General Hospital, 4001 Leslie Street, North York, Ontario, Canada, M2K 1E1Search for more papers by this authorRiyana Babul-Hirji, Riyana Babul-Hirji Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorJeanette J.A. Holden, Jeanette J.A. Holden Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorKathy T. Yang, Kathy T. Yang Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorC. Lee, C. Lee Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorR. Hudson, R. Hudson Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorH. Gorwill, H. Gorwill Kingston, CanadaSearch for more papers by this authorSarah L. Nolin, Sarah L. Nolin Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorAnne Glicksman, Anne Glicksman Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorEdmund C. Jenkins, Edmund C. Jenkins Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorW. Ted Brown, W. Ted Brown Staten Island, New YorkSearch for more papers by this authorPatricia N. Howard-Peebles, Patricia N. Howard-Peebles Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorCindy Becchi, Cindy Becchi Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorEmilie Cummings, Emilie Cummings Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorLee Fallon, Lee Fallon Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSuzanne Seitz, Suzanne Seitz Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorSusan H. Black, Susan H. Black Fairfax, VirginiaSearch for more papers by this authorAngela M. Vianna-Morgante, Angela M. Vianna-Morgante Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorSilvia S. Costa, Silvia S. Costa Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorPaulo A. Otto, Paulo A. Otto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorRegina C. Mingroni-Netto, Regina C. Mingroni-Netto Sao Paulo, BrazilSearch for more papers by this authorAnna Murray, Anna Murray Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorJ. Webb, J. Webb Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorF. MacSwinney, F. MacSwinney Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorN. Dennis, N. Dennis Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorPatricia A. Jacobs, Patricia A. Jacobs Salisbury, U.K.Search for more papers by this authorMaria Syrrou, Maria Syrrou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorIoannis Georgiou, Ioannis Georgiou Ioannina, GreeceSearch for more papers by this authorPhillipos C. Patsalis, Phillipos C. Patsalis Nicosia, CyprusSearch for more papers by this authorMaria L. Giovannucci Uzielli, Maria L. Giovannucci Uzielli Florence, ItalySearch for more papers by this authorS. Guarducci, S. Guarducci Florence, ItalySearch for more papers by this authorE. Lapi, E. Lapi Florence, ItalySearch for more papers by this authorA. Cecconi, A. Cecconi Florence, ItalySearch for more papers by this authorU. Ricci, U. Ricci Florence, ItalySearch for more papers by this authorG. Ricotti, G. Ricotti Florence, ItalySearch for more papers by this authorC. Biondi, C. Biondi Florence, ItalySearch for more papers by this authorB. Scarselli, B. Scarselli Florence, ItalySearch for more papers by this authorF. Vieri, F. Vieri Florence, ItalySearch for more papers by this author First published: 24 March 1999 https://doi.org/10.1002/(SICI)1096-8628(19990402)83:4<322::AID-AJMG17>3.0.CO;2-BCitations: 309AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinked InRedditWechat Abstract The preliminary results of an international collaborative study examining premature menopause in fragile X carriers are presented. A total of 760 women from fragile X families was surveyed about their fragile X carrier status and their menstrual and reproductive histories. Among the subjects, 395 carried a premutation, 128 carried a full mutation, and 237 were noncarriers. Sixty-three (16%) of the premutation carriers had experienced menopause prior to the age of 40 compared with none of the full mutation carriers and one (0.4%) of the controls. Based on these preliminary data, there is a significant association between fragile X premutation carrier status and premature menopause. Am. J. Med. Genet. 83:322–325, 1999. © 1999 Wiley-Liss, Inc. Citing Literature Volume83, Issue4Special Issue: X‐Linked Mental Retardation, Part I2 April 1999Pages 322-325 RelatedInformation

Hereditary lymphedema is a developmental disorder characterized by chronic swelling of the extremities due to dysfunction of the lymphatic vessels. Two responsible genes have been identified: the vascular endothelial growth factor receptor 3 (VEGFR3) gene, implicated in congenital lymphedema, or Milroy disease, and the forkhead-related transcription factor gene FOXC2, causing lymphedema-distichiasis. We describe three families with an unusual association of hypotrichosis, lymphedema, and telangiectasia. Using microsatellite analysis, we first excluded both VEGFR3 and FOXC2 as causative genes; we then considered the murine ragged phenotype, caused by mutations in the Sox18 transcription factor, as a likely counterpart to the human disease, because it presents a combination of hair and cardiovascular anomalies, including symptoms of lymphatic dysfunction. Two of the families were consanguineous; in affected members of these families, we identified homozygous missense mutations in the SOX18 gene, located in 20q13. The two amino acid substitutions, W95R and A104P, affect conserved residues in the first α helix of the DNA-binding domain of the transcription factor. In the third family, the parents were nonconsanguineous, and both the affected child and his brother, who died in utero with hydrops fetalis, showed a heterozygous nonsense mutation that truncates the SOX18 protein in its transactivation domain; this substitution was not found in genomic DNA from either parent and hence constitutes a de novo germline mutation. Thus, we show that SOX18 mutations in humans cause both recessive and dominant hypotrichosis-lymphedema-telangiectasia, suggesting that, in addition to its established role in hair and blood vessel development, the SOX18 transcription factor plays a role in the development and/or maintenance of lymphatic vessels. Hereditary lymphedema is a developmental disorder characterized by chronic swelling of the extremities due to dysfunction of the lymphatic vessels. Two responsible genes have been identified: the vascular endothelial growth factor receptor 3 (VEGFR3) gene, implicated in congenital lymphedema, or Milroy disease, and the forkhead-related transcription factor gene FOXC2, causing lymphedema-distichiasis. We describe three families with an unusual association of hypotrichosis, lymphedema, and telangiectasia. Using microsatellite analysis, we first excluded both VEGFR3 and FOXC2 as causative genes; we then considered the murine ragged phenotype, caused by mutations in the Sox18 transcription factor, as a likely counterpart to the human disease, because it presents a combination of hair and cardiovascular anomalies, including symptoms of lymphatic dysfunction. Two of the families were consanguineous; in affected members of these families, we identified homozygous missense mutations in the SOX18 gene, located in 20q13. The two amino acid substitutions, W95R and A104P, affect conserved residues in the first α helix of the DNA-binding domain of the transcription factor. In the third family, the parents were nonconsanguineous, and both the affected child and his brother, who died in utero with hydrops fetalis, showed a heterozygous nonsense mutation that truncates the SOX18 protein in its transactivation domain; this substitution was not found in genomic DNA from either parent and hence constitutes a de novo germline mutation. Thus, we show that SOX18 mutations in humans cause both recessive and dominant hypotrichosis-lymphedema-telangiectasia, suggesting that, in addition to its established role in hair and blood vessel development, the SOX18 transcription factor plays a role in the development and/or maintenance of lymphatic vessels.

Human MutationVolume 29, Issue 7 p. 959-965 Research Article Parkes Weber syndrome, vein of Galen aneurysmal malformation, and other fast-flow vascular anomalies are caused by RASA1 mutations† Nicole Revencu, Nicole Revencu Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Center for Human Genetics, Cliniques universitaires St Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorLaurence M. Boon, Laurence M. Boon Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Vascular Anomalies Centre, Division of Plastic Surgery, Cliniques universitaires St Luc, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJohn B. Mulliken, John B. Mulliken Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorOdile Enjolras, Odile Enjolras Centre Multidisciplinaire des Angiomes de l'enfant, AP-HP, Hôpital d'enfants Armand-Trousseau, Service de Chirurgie Maxillo-Faciale et Chirurgie Plastique, Paris, FranceSearch for more papers by this authorMaria Rosa Cordisco, Maria Rosa Cordisco Department of Pediatric Dermatology, Hospital de Pediatria Dr. J.P. Garrahan, Buenos Aires, ArgentinaSearch for more papers by this authorPatricia E. Burrows, Patricia E. Burrows Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorPhilippe Clapuyt, Philippe Clapuyt Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorFrank Hammer, Frank Hammer Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJosée Dubois, Josée Dubois Department of Medical Imaging, Sainte-Justine Mother-Child University Hospital, Montreal, CanadaSearch for more papers by this authorEulalia Baselga, Eulalia Baselga Hospital de la Santa Creu I Sant Pau, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorFrancesco Brancati, Francesco Brancati IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorRobin Carder, Robin Carder Southwestern Medical Center, Dallas, TexasSearch for more papers by this authorJosé Miguel Ceballos Quintal, José Miguel Ceballos Quintal Laboratorio de Genética, Universidad Autónoma de Yucatán Mérida, Yucatán, MexicoSearch for more papers by this authorBruno Dallapiccola, Bruno Dallapiccola IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorGayle Fischer, Gayle Fischer Royal North Shore Hospital, St Leonards, AustraliaSearch for more papers by this authorIlona J. Frieden, Ilona J. Frieden Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorMaria Garzon, Maria Garzon Department of Dermatology, Columbia University, New York, New YorkSearch for more papers by this authorJohn Harper, John Harper Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorJennifer Johnson-Patel, Jennifer Johnson-Patel Robert E. Bush Naval Hospital, Twenty-nine Palms, CaliforniaSearch for more papers by this authorChristine Labrèze, Christine Labrèze Hôpital Pellegrin Enfants, Bordeaux, FranceSearch for more papers by this authorLoreto Martorell, Loreto Martorell Genetica Molecular, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorHarriet J. Paltiel, Harriet J. Paltiel Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorAnnette Pohl, Annette Pohl Zentrum fur Kinderheilkunde und Jugendmedizin, Freiburg, GermanySearch for more papers by this authorJulie Prendiville, Julie Prendiville Division of Pediatric Dermatology, Department of Pediatrics, University of British Columbia, British Columbia Children's Hospital, Vancouver, CanadaSearch for more papers by this authorIsabelle Quere, Isabelle Quere Centre Hospitalier Universitaire, Montpellier, FranceSearch for more papers by this authorDawn H. Siegel, Dawn H. Siegel Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorEnza Maria Valente, Enza Maria Valente IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorAnnet Van Hagen, Annet Van Hagen VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorLiselot Van Hest, Liselot Van Hest VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorKeith K. Vaux, Keith K. Vaux Department of Pediatrics, Division of Dysmorphology and Teratology, University of California, San Diego, San Diego, CaliforniaSearch for more papers by this authorAsuncion Vicente, Asuncion Vicente Department of Dermatology, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorLisa Weibel, Lisa Weibel Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat The Prenatal Diagnosis and Medical Genetics Program, Mount Sinai Hospital, Toronto, Ontario, CanadaSearch for more papers by this authorMiikka Vikkula, Corresponding Author Miikka Vikkula [email protected] Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumHuman Molecular Genetics (GEHU), de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Avenue Hippocrate 74(+5), bp. 75.39, B-1200 Brussels, BelgiumSearch for more papers by this author Nicole Revencu, Nicole Revencu Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Center for Human Genetics, Cliniques universitaires St Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorLaurence M. Boon, Laurence M. Boon Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, Belgium Vascular Anomalies Centre, Division of Plastic Surgery, Cliniques universitaires St Luc, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJohn B. Mulliken, John B. Mulliken Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorOdile Enjolras, Odile Enjolras Centre Multidisciplinaire des Angiomes de l'enfant, AP-HP, Hôpital d'enfants Armand-Trousseau, Service de Chirurgie Maxillo-Faciale et Chirurgie Plastique, Paris, FranceSearch for more papers by this authorMaria Rosa Cordisco, Maria Rosa Cordisco Department of Pediatric Dermatology, Hospital de Pediatria Dr. J.P. Garrahan, Buenos Aires, ArgentinaSearch for more papers by this authorPatricia E. Burrows, Patricia E. Burrows Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorPhilippe Clapuyt, Philippe Clapuyt Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorFrank Hammer, Frank Hammer Department of Radiology, Cliniques universitaires Saint-Luc, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumSearch for more papers by this authorJosée Dubois, Josée Dubois Department of Medical Imaging, Sainte-Justine Mother-Child University Hospital, Montreal, CanadaSearch for more papers by this authorEulalia Baselga, Eulalia Baselga Hospital de la Santa Creu I Sant Pau, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorFrancesco Brancati, Francesco Brancati IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorRobin Carder, Robin Carder Southwestern Medical Center, Dallas, TexasSearch for more papers by this authorJosé Miguel Ceballos Quintal, José Miguel Ceballos Quintal Laboratorio de Genética, Universidad Autónoma de Yucatán Mérida, Yucatán, MexicoSearch for more papers by this authorBruno Dallapiccola, Bruno Dallapiccola IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorGayle Fischer, Gayle Fischer Royal North Shore Hospital, St Leonards, AustraliaSearch for more papers by this authorIlona J. Frieden, Ilona J. Frieden Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorMaria Garzon, Maria Garzon Department of Dermatology, Columbia University, New York, New YorkSearch for more papers by this authorJohn Harper, John Harper Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorJennifer Johnson-Patel, Jennifer Johnson-Patel Robert E. Bush Naval Hospital, Twenty-nine Palms, CaliforniaSearch for more papers by this authorChristine Labrèze, Christine Labrèze Hôpital Pellegrin Enfants, Bordeaux, FranceSearch for more papers by this authorLoreto Martorell, Loreto Martorell Genetica Molecular, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorHarriet J. Paltiel, Harriet J. Paltiel Vascular Anomalies Center, Division of Plastic Surgery and Department of Radiology, Children's Hospital, Harvard Medical School, Boston, MassachusettsSearch for more papers by this authorAnnette Pohl, Annette Pohl Zentrum fur Kinderheilkunde und Jugendmedizin, Freiburg, GermanySearch for more papers by this authorJulie Prendiville, Julie Prendiville Division of Pediatric Dermatology, Department of Pediatrics, University of British Columbia, British Columbia Children's Hospital, Vancouver, CanadaSearch for more papers by this authorIsabelle Quere, Isabelle Quere Centre Hospitalier Universitaire, Montpellier, FranceSearch for more papers by this authorDawn H. Siegel, Dawn H. Siegel Departement of Dermatology, School of Medicine, University of California, San Francisco, San Francisco, CaliforniaSearch for more papers by this authorEnza Maria Valente, Enza Maria Valente IRCCS CSS, Mendel Institute, Rome, ItalySearch for more papers by this authorAnnet Van Hagen, Annet Van Hagen VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorLiselot Van Hest, Liselot Van Hest VU Medical Center, Amsterdam, NetherlandsSearch for more papers by this authorKeith K. Vaux, Keith K. Vaux Department of Pediatrics, Division of Dysmorphology and Teratology, University of California, San Diego, San Diego, CaliforniaSearch for more papers by this authorAsuncion Vicente, Asuncion Vicente Department of Dermatology, Hospital Sant Joan de Déu, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorLisa Weibel, Lisa Weibel Department of Pediatric Dermatology, Great Ormond Street Hospital for Children, London, United KingdomSearch for more papers by this authorDavid Chitayat, David Chitayat The Prenatal Diagnosis and Medical Genetics Program, Mount Sinai Hospital, Toronto, Ontario, CanadaSearch for more papers by this authorMiikka Vikkula, Corresponding Author Miikka Vikkula [email protected] Laboratory of Human Molecular Genetics, de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Brussels, BelgiumHuman Molecular Genetics (GEHU), de Duve Institute, Université catholique de Louvain, Avenue Hippocrate 74(+5), bp. 75.39, B-1200 Brussels, BelgiumSearch for more papers by this author First published: 29 April 2008 https://doi.org/10.1002/humu.20746Citations: 312 † Communicated by Peter Byers AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Abstract Capillary malformation-arteriovenous malformation (CM-AVM) is a newly recognized autosomal dominant disorder, caused by mutations in the RASA1 gene in six families. Here we report 42 novel RASA1 mutations and the associated phenotype in 44 families. The penetrance and de novo occurrence were high. All affected individuals presented multifocal capillary malformations (CMs), which represent the hallmark of the disorder. Importantly, one-third had fast-flow vascular lesions. Among them, we observed severe intracranial AVMs, including vein of Galen aneurysmal malformation, which were symptomatic at birth or during infancy, extracranial AVM of the face and extremities, and Parkes Weber syndrome (PKWS), previously considered sporadic and nongenetic. These fast-flow lesions can be differed from the other two genetic AVMs seen in hereditary hemorrhagic telangiectasia (HHT) and in phosphatase and tensin homolog (PTEN) hamartomatous tumor syndrome. Finally, some CM-AVM patients had neural tumors reminiscent of neurofibromatosis type 1 or 2. This is the first extensive study on the phenotypes associated with RASA1 mutations, and unravels their wide heterogeneity. Hum Mutat 29(7), 959–965, 2008. © 2008 Wiley-Liss, Inc. REFERENCES Abdalla SA, Letarte M. 2006. Hereditary haemorrhagic telangiectasia: current views on genetics and mechanisms of disease. J Med Genet 43: 97– 110. Bos JL. 1989. Ras oncogenes in human cancer: a review. Cancer Res 49: 4682– 4689. Brancati F, Valente EM, Tadini G, Caputo V, Di Benedetto A, Gelmetti C, Dallapiccola B. 2003. Autosomal dominant hereditary benign telangiectasia maps to the CMC1 locus for capillary malformation on chromosome 5q14. J Med Genet 40: 849– 853. Brouillard P, Boon LM, Mulliken JB, Enjolras O, Ghassibe M, Warman ML, Tan OT, Olsen BR, Vikkula M. 2002. Mutations in a novel factor, glomulin, are responsible for glomuvenous malformations (“glomangiomas”). Am J Hum Genet 70: 866– 874. Ceballos-Quintal JM, Pinto-Escalante D, Castillo-Zapata I. 1996. A new case of Klippel-Trenaunay-Weber (KTW) syndrome: evidence of autosomal dominant inheritance. Am J Med Genet 63: 426– 427. Eerola I, Boon LM, Watanabe S, Grynberg H, Mulliken JB, Vikkula M. 2002. Locus for susceptibility for familial capillary malformation (‘port-wine stain’) maps to 5q. Eur J Hum Genet 10: 375– 380. Eerola I, Boon LM, Mulliken JB, Burrows PE, Dompmartin A, Watanabe S, Vanwijck R, Vikkula M. 2003. Capillary malformation-arteriovenous malformation, a new clinical and genetic disorder caused by RASA1 mutations. Am J Hum Genet 73: 1240– 1249. Friedman E, Gejman PV, Martin GA, McCormick F. 1993. Nonsense mutations in the C-terminal SH2 region of the GTPase activating protein (GAP) gene in human tumours. Nat Genet 5: 242– 247. Gault J, Shenkar R, Recksiek P, Awad IA. 2005. Biallelic somatic and germ line CCM1 truncating mutations in a cerebral cavernous malformation lesion. Stroke 36: 872– 874. Happle R. 1987. Lethal genes surviving by mosaicism: a possible explanation for sporadic birth defects involving the skin. J Am Acad Dermatol 16: 899– 906. Henkemeyer M, Rossi DJ, Holmyard DP, Puri MC, Mbamalu G, Harpal K, Shih TS, Jacks T, Pawson T. 1995. Vascular system defects and neuronal apoptosis in mice lacking ras GTPase-activating protein. Nature 377: 695– 701. Kolanczyk M, Kossler N, Kuhnisch J, Lavitas L, Stricker S, Wilkening U, Manjubala I, Fratzl P, Sporle R, Herrmann BG, Parada LF, Kornak U, Mundlos S. 2007. Multiple roles for neurofibromin in skeletal development and growth. Hum Mol Genet 16: 874– 886. Kulkarni SV, Gish G, van der Geer P, Henkemeyer M, Pawson T. 2000. Role of p120 Ras-GAP in directed cell movement. J Cell Biol 149: 457– 470. Morgan T, McDonald J, Anderson C, Ismail M, Miller F, Mao R, Madan A, Barnes P, Hudgins L, Manning M. 2002. Intracranial hemorrhage in infants and children with hereditary hemorrhagic telangiectasia (Osler-Weber-Rendu syndrome). Pediatrics 109: E12. Mulliken JB, Young AE. 1988. Vascular birthmarks: hemangiomas and malformations. Philadelphia: W.B. Saunders. p 264– 265. Parkes Weber F. 1918. Hemangiectatic hypertrophy of limbs-congenital phlebarteriectasis and so-called congenital varicose veins. Brit J Child Dis 15: 13– 17. Parkinson D. 1999. AVMs and neurofibromatosis. Surg Neurol 52: 325– 326. Robertson D. 1957. Congenital arteriovenous fistulae of the extremities. Postgrad Med J 32: 7– 13. Rodriguez-Jadraque R, Martinez-Salio A, Garcia de Alvaro MT, Porta-Etessam J, Torres-Mohedas J, Mateos-Beato F. 2000. [Arteriovenous malformation in neurofibromatosis type 1. A case report and review of the literature]. Rev Neurol 31: 1043– 1045. Suh DC, Alvarez H, Bhattacharya JJ, Rodesch G, Lasjaunias PL. 2001. Intracranial haemorrhage within the first two years of life. Acta Neurochir (Wien) 143: 997– 1004. Tan WH, Baris HN, Burrows PE, Robson CD, Alomari AI, Mulliken JB, Fishman SJ, Irons MB. 2007. The spectrum of vascular anomalies in patients with PTEN mutations: implications for diagnosis and management. J Med Genet 44: 594– 602. Tos M, Stangerup SE, Caye-Thomasen P, Tos T, Thomsen J. 2004. What is the real incidence of vestibular schwannoma? Arch Otolaryngol Head Neck Surg 130: 216– 220. Westacott S, Mohan D, Norman PF, Strachan WE, Paxton RM. 1988. MRI diagnosis of vertebral arteriovenous malformations in neurofibromatosis. Br J Neurosurg 2: 385– 389. Wu M, Wallace MR, Muir D. 2006. Nf1 haploinsufficiency augments angiogenesis. Oncogene 25: 2297– 2303. Yue Y, Lypowy J, Hedhli N, Abdellatif M. 2004. Ras GTPase-activating protein binds to Akt and is required for its activation. J Biol Chem 279: 12883– 12889. Zhou XP, Marsh DJ, Hampel H, Mulliken JB, Gimm O, Eng C. 2000. Germline and germline mosaic PTEN mutations associated with a Proteus-like syndrome of hemihypertrophy, lower limb asymmetry, arteriovenous malformations and lipomatosis. Hum Mol Genet 9: 765– 768. Citing Literature Volume29, Issue7July 2008Pages 959-965 ReferencesRelatedInformation

The vacuolar protein sorting protein 41 (VPS41) is a neuroprotective protein in models of Parkinson's disease (PD). As part of the HOPS (Homotypic fusion and Protein Sorting) complex, VPS41 regulates fusion of lysosomes with late endosomes and autophagosomes. Independent of HOPS, VPS41 regulates transport of newly synthesized lysosomal membrane proteins and secretory proteins. Here we report two brothers with compound heterozygous mutations in VPS41 (VPS41-R662* and VPS41-S285P), born to healthy and non-consanguineous parents. Both patients displayed transient retinal dystrophy, ataxia and dystonia, with brain MRI findings of cerebellar atrophy and a thin saber-shape corpus callosum. Patient-derived fibroblasts contained enzymatically active lysosomes that were poorly reached by endocytic cargo and failed to attract the mTORC1 complex. Consequently, transcription factor TFE3, a driver of autophagy and lysosomal genes, showed continuous nuclear localization which resulted in elevated LC3-II levels and an impaired response to nutrient starvation. CRISPR/CAS VPS41 HeLa knockout cells showed a similar phenotype that could be rescued by wildtype VPS41 but not by VPS41-S285P or VPS41-R662*. mTORC1 inhibition was also seen after knockout of HOPS subunits VPS11 or VPS18. Regulated neuropeptide secretion in PC12 VPS41 knockout cells was rescued by VPS41-S285P expression, indicating that this HOPS-independent function was preserved. Co-expression of the VPS41-S285P and VPS41-R662* variants in a C. elegans model of PD abolished the protective effect of VPS41 against α-synuclein-induced neurodegeneration. We conclude that both disease-associated VPS41 variants specifically abrogate HOPS function, which leads to a delay in endocytic cargo delivery to lysosomes, mTORC1 inhibition and irresponsiveness to autophagic clues. Our studies signify a link between HOPS function and mTORC1 signaling and imply that HOPS function is required for the neuroprotective effect of VPS41 in PD.

Abstract Insulin secretory granules (SGs) mediate the regulated secretion of insulin, which is essential for glucose homeostasis. The basic machinery responsible for this regulated exocytosis consists of specific proteins present both at the plasma membrane and on insulin SGs. The protein composition of insulin SGs thus dictates their release properties, yet the mechanisms controlling insulin SG formation, which determines this molecular composition, remain poorly understood. VPS41, a component of the endo-lysosomal tethering HOPS complex, was recently identified as a cytosolic factor involved in the formation of neuroendocrine and neuronal granules. We now find that VPS41 is required for insulin SG biogenesis and regulated insulin secretion. Loss of VPS41 in pancreatic β-cells leads to a reduction in insulin SG number, changes in their transmembrane protein composition, and defects in granule regulated exocytosis. Exploring a human point mutation, identified in patients with neurological but no endocrine defects, we show that the effect on SG formation is independent of HOPS complex formation. Finally, we report that mice with a deletion of VPS41 specifically in β-cells develop diabetes due to severe depletion of insulin SG content and a defect in insulin secretion. In sum, our data demonstrate that VPS41 contributes to glucose homeostasis and metabolism.

Abstract Hypoplastic left heart syndrome (HLHS) is a severe form of single ventricle congenital heart disease characterized by the underdevelopment of the left ventricle. Early serial postmortem examinations revealed high rate of coronary artery abnormalities in HLHS fetal hearts, such as thickened wall, kinking arteries and ventriculo-coronary arterial connection. However, it is unclear if there is an intrinsic defect in the HLHS coronary vessels and what the underlying molecular mechanism is. Here, we profiled both human fetal heart with an underdeveloped left ventricle (ULV) and ECs differentiated from induced pluripotent stem cells (iPSCs) derived from HLHS patients at single cell resolution. CD144 + /NPR3 - vascular ECs were selected and further classified as venous, arterial and late arterial subclusters. To study the arterial EC phenotype, we specifically generated iPSC-arterial ECs (AECs, CD34 + CDH5 + CXCR4 + NT5E -/low ) derived from three HLHS patients and three age-matched healthy controls. Gene ontology analysis revealed that ULV late arterial EC subcluster showed specific defects in endothelial development, proliferation, and Notch signaling compared to control. Consistently, HLHS iPSCs exhibited impaired AEC differentiation shown as the reduced CXCR4 + NT5E -/low AEC progenitor population. Mature HLHS iPSC-AECs also exhibited increased G0/G1 cell cycle arrest with decreased expression of cell cycle related genes (e.g., Ki67, CCND1/2). Additionally, NOTCH targeted genes (e.g., DLL4, HEY1, GJA5) were found suppressed in both ULV AECs and HLHS iPSC-AECs compared to control. We also found the HLHS de novo mutation gene KMT2D directly regulated the transcription of NOTCH targeted genes participating in arterial differentiation and cell proliferation, contributing to the HLHS AEC dysfunctionalities. Intriguingly, the treatment of NOTCH ligand JAG1 improved cell proliferation of HLHS AECs and upregulated G1/S transition genes downstream of NOTCH pathway. In summary, our results revealed that KMT2D directly regulated transcription activity of NOTCH signaling, contributing to the poor differentiation and low proliferation of HLHS coronary AECs.

Hypoplastic left heart syndrome (HLHS) is one of the most challenging forms of congenital heart diseases. Previous studies were mainly focused on intrinsic defects in myocardium. However, this does not sufficiently explain the abnormal development of the cardiac valve, septum, and vasculature, known to originate from the endocardium. Here, using single-cell RNA profiling, induced pluripotent stem cells, and human fetal heart tissue with an underdeveloped left ventricle, we identified a developmentally impaired endocardial population in HLHS. The intrinsic endocardial deficits contributed to abnormal endothelial to mesenchymal transition, NOTCH signaling, and extracellular matrix organization, all of which are key factors in valve formation. Consequently, endocardial abnormalities conferred reduced proliferation and maturation of cardiomyocytes through a disrupted fibronectin-integrin interaction. Several recently described HLHS de novo mutations were associated with abnormal endocardial gene and FN1 regulation and expression. Our studies provide a rationale for considering endocardial function in future regenerative strategies for HLHS.