The beta1- and beta2-adrenergic receptors (betaARs) on the surface of cardiomyocytes mediate distinct effects on cardiac function and the development of heart failure by regulating production of the second messenger cyclic adenosine monophosphate (cAMP). The spatial localization in cardiomyocytes of these betaARs, which are coupled to heterotrimeric guanine nucleotide-binding proteins (G proteins), and the functional implications of their localization have been unclear. We combined nanoscale live-cell scanning ion conductance and fluorescence resonance energy transfer microscopy techniques and found that, in cardiomyocytes from healthy adult rats and mice, spatially confined beta2AR-induced cAMP signals are localized exclusively to the deep transverse tubules, whereas functional beta1ARs are distributed across the entire cell surface. In cardiomyocytes derived from a rat model of chronic heart failure, beta2ARs were redistributed from the transverse tubules to the cell crest, which led to diffuse receptor-mediated cAMP signaling. Thus, the redistribution of beta(2)ARs in heart failure changes compartmentation of cAMP and might contribute to the failing myocardial phenotype.

The preparation of an asymmetric membrane in poly(ethylene terephthalate) (PET) is described, using a combination of chemical and electro-stopping. For this purpose, a single-ion-irradiated PET film is inserted into an electrolytic cell and etched from one side in 9 M sodium hydroxide while bathing the other side in a mixture of 2 M KCl and 2 M HCOOH (1:1 by volume), electrically retracting the OH− ions from the tip of the etch pit during pore break-through. When a preset current has been reached, the etch process is interrupted by replacing the etching solution with acidic 1 M potassium chloride solution. After etching, the current–voltage (I–V) characteristic is determined under symmetric bathing conditions, immersing both sides of the membrane in KCl solutions of identical concentration (0.01–1 M) and pH (3–8). The I–V characteristic is strongly non-linear, comparable to that of an electrical diode. If the polarity during etching is reversed, pushing the OH− ions into the tip of the etch pit, the resulting pores are larger and the degree of asymmetry smaller. The importance of electro-stopping is compared with chemical stopping.

Complex three-dimensional structures on cellular surfaces are often damaged during high-resolution imaging of live cells. Now, hopping probe scanning ion conductance microscopy—which uses a hopping nanopipette that 'hops' instead of 'sliding'—protects surface structures from probe-induced damage. We describe hopping mode scanning ion conductance microscopy that allows noncontact imaging of the complex three-dimensional surfaces of live cells with resolution better than 20 nm. We tested the effectiveness of this technique by imaging networks of cultured rat hippocampal neurons and mechanosensory stereocilia of mouse cochlear hair cells. The technique allowed examination of nanoscale phenomena on the surface of live cells under physiological conditions.

Currently there is a great interest in using scanning probe microscopy to study living cells.However, in most cases the contact the probe makes with the soft surface of the cell deforms or damages it.Here we report a scanning ion conductance microscope specially developed for imaging living cells.A key feature of the instrument is its scanning algorithm, which maintains the working distance between the probe and the sample such that they do not make direct physical contact with each other.Numerical simulation of the probe/sample interaction, which closely matches the experimental observations, provides the optimum working distance.The microscope scans highly convoluted surface structures without damaging them and reveals the true topography of cell surfaces.The images resemble those produced by scanning electron microscopy, with the significant difference that the cells remain viable and active.The instrument can monitor small-scale dynamics of cell surfaces as well as whole-cell movement.

Abstract Alzheimer’s disease (AD) is the most common form of dementia, a progressive neurological disorder characterized by short and long-term memory loss, including cognitive and functional impairment, which is refractory to current therapy. It is suggested that the aggregation of β-amyloid (Aβ) peptide on neuronal cell surface leads to various deviations of its vital function due to myriad pathways defined by internalization of calcium ions, apoptosis promotion, reduction of membrane potential, synaptic activity loss etc. These are associated with structural reorganizations and pathologies of the cell cytoskeleton mainly involving actin filaments and microtubules, and consequently – alterations of cell mechanical properties. Thus, the effect of amyloid oligomers on cells’ Young’s modulus has been observed in a variety of studies. However, the precise connection between the formation of amyloid aggregates on cell membranes and their effects on local mechanical properties of living cells is still unresolved. In this work, we have used correlative scanning ion-conductance microscopy (SICM) to study cell topography, Young’s modulus mapping and confocal imaging of Aβ aggregates formation on living cell surfaces with subsequent assessment of the reactive oxygen species levels inside single cells using platinum nanoelectrodes. We showed that correlative SICM technique, in conjunction with topography mapping and confocal imaging, can be used for Patch-Clamp recordings from living cells with evidently formed FAM-labeled Aβ aggregates on its surface. As we demonstrated, SICM can be successfully applied to studying cytotoxicity mechanisms of Aβ aggregates on living cell surface.

Summary Exocytosis of peptides and steroids stored in a dense core vesicular (DCV) form is the final step of every secretory pathway, indispensable for the function of nervous, endocrine and immune systems. The lack of live imaging techniques capable of direct, label-free visualisation of DCV release makes many aspects of the exocytotic process inaccessible to investigation. We describe the application of correlative scanning ion conductance and fluorescence confocal microscopy (SICM-FCM) to study the exocytosis of individual granules of insulin from the top, non-adherent, surface of pancreatic β-cells. Using SICM-FCM, we were first to directly follow the topographical changes associated with physiologically-induced release of insulin DCVs. This allowed us to report the kinetics of the full fusion of the insulin vesicle as well as the subsequent solubilisation of the released insulin crystal.