SUMMARY Mammalian chromosomes are three-dimensional entities shaped by converging and opposing forces. Mitotic cell division induces drastic chromosome condensation, but following reentry into the G1 cell cycle phase, condensed chromosomes unwind to reestablish interphase organization. Here, we use a cell line allowing auxin-mediated degradation of RNA polymerase II to test its role in this transition. In situ Hi-C showed that RNAPII is required for compartment and loop formation following mitosis. RNAPs often counteract loop extrusion and, in their absence, longer and more prominent loops arise. Evidence from chromatin fractionation, super-resolution imaging and in silico modeling attribute these effects to RNAPII-mediated cohesin loading at active promoters upon reentry into G1. Our findings reconcile the role of RNAPII in gene expression with that in chromatin architecture.

SUMMARY Eukaryotic chromosomes compact during mitosis and meiosis into elongated cylinders – and not the spherical globules expected of self-attracting long flexible polymers. This process is mainly driven by condensin-like proteins. Here, we present Brownian-dynamics simulations involving two types of such proteins. The first anchors topologically-stable and long-lived chromatin loops to create bottlebrush structures. The second forms multivalent bridges between distant parts of these loops without entrapping them. We show bridging factors lead to the formation of shorter and stiffer mitotic-like cylinders, without requiring any energy input. These cylinders have several features matching experimental observations. For instance, the axial condensin backbone breaks up into clusters as found by microscopy, and cylinder elasticity qualitatively matches that seen in chromosome pulling experiments. Additionally, simulating global condensin depletion or local faulty condensin loading gives phenotypes in agreement with experiments, and provides a mechanistic model to understand mitotic chromatin structure at common fragile sites.

In living cells the 3D structure of gene loci is dynamic, but this is not revealed by 3C and FISH experiments in fixed samples, leaving a significant gap in our understanding. To overcome these limitations we applied the “highly predictive heteromorphic polymer” (HiP-HoP) model, validated by experiments, to determine chromatin fibre mobility at the Pax6 locus in three mouse cell lines with different transcription states. While transcriptional activity minimally affects the movement of 40 kbp regions, we observed that the motion of smaller 1 kbp regions depends strongly on local disruption to chromatin fibre structure marked by H3K27 acetylation. This also significantly influenced locus configuration dynamics by modulating promoter-enhancer loops associated with protein bridging. Importantly these simulations indicate that chromatin dynamics are sufficiently fast to sample all possible conformations of loci within minutes, generating wide dynamic variability of gene loci structure within single cells. Experiments inhibiting transcription change chromatin fibre structure subtly, yet we predict they should substantially affect mobility. This combination of simulation and experimental validation provide a novel insight and mechanistic model to explain how transcriptional activity influences chromatin structure and gene dynamics.

We propose a polymer model to investigate the dynamics of chromatin replication in three dimensions (PolyRep). Our results indicate that replication complexes, the replisomes, may self-assemble during the process and replicate chromatin by extruding it (immobile replisome) or by moving along the template filament (tracking replisome), reconciling previous discordant experimental evidence in favour of either scenario. Importantly, the emergence of one of the two morphologies depends in a major way on the replication origin distribution as well as on the presence of nonspecific interactions between unreplicated chromatin and firing factors—polymerases and other components of the replisome. Nonspecific interactions also appear instrumental to creating clusters of factors and replication forks, structures akin to the replication foci observed in mammalian cells . PolyRep simulations predict different mechanisms for foci evolution, including unanticipated loop-mediated fusion dynamics. We suggest that cluster formation, which our model suggests to be a generic feature of chromatin replication, provides a hitherto underappreciated but robust pathway to avoid stalled or faulty forks, which would otherwise diminish the efficiency of the replication process. Published by the American Physical Society 2024