We present a global atlas of 4,728 metagenomic samples from mass-transit systems in 60 cities over 3 years, representing the first systematic, worldwide catalog of the urban microbial ecosystem. This atlas provides an annotated, geospatial profile of microbial strains, functional characteristics, antimicrobial resistance (AMR) markers, and genetic elements, including 10,928 viruses, 1,302 bacteria, 2 archaea, and 838,532 CRISPR arrays not found in reference databases. We identified 4,246 known species of urban microorganisms and a consistent set of 31 species found in 97% of samples that were distinct from human commensal organisms. Profiles of AMR genes varied widely in type and density across cities. Cities showed distinct microbial taxonomic signatures that were driven by climate and geographic differences. These results constitute a high-resolution global metagenomic atlas that enables discovery of organisms and genes, highlights potential public health and forensic applications, and provides a culture-independent view of AMR burden in cities.

ABSTRACT Two-dimensional (2D) cell culture systems have provided controlled, reproducible means to analyze host-pathogen interactions. Although inexpensive, straightforward, and requiring very short time commitment, these models recapitulate neither the functionality of multi-layered cell types nor the microbial diversity of an infected human. Animal models have commonly been used to recreate the complexity of human infections. However, extensive modifications are commonly required to recreate interactions that resemble those in the human reproductive tract microbiologically and physiologically. Three-dimensional (3D) cell culture models have emerged as alternative means of reproducing key elements of human infections at a fraction of the cost of animal models and on a scale that allows for replicative experiments to be readily performed. Here we describe a new 3D model that utilizes transwells with epithelial cells seeded apically and a basolateral extra cellular matrix (ECM)-like layer containing collagen and fibroblasts. In this system, basal feeding creates a liquid/air interface on the apical side. The model produced tissues with close morphologic and physiological resemblance to human cervical and vaginal epithelia, including observable levels of mucus produced by cervical cells. Infection by both Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae was demonstrated as well as the growth of bacterial species observed in the human vaginal microbiota, enabling controlled mechanistic analyses of the interactions between host cells, vaginal microbiota and STI pathogens. Future experiments may include immune cells to mimic more closely the genital environment. Finally, the modular set up of the model makes it fully applicable to the analysis of non-genital host-microbiome-pathogen interactions. IMPORTANCE Infected sites in humans are a complex mix of host and microbial cell types interacting with each other to perform specific and necessary functions. The ability to understand the mechanism(s) that facilitate these interactions, and interactions with external factors is paramount to being able to develop preventative therapies. Models that attempt to faithfully replicate the complexity of these interactions are time intensive, costly, and not conducive to high throughput analysis. Two-dimensional (2D) models that have been used as a platform to understand these interactions, while cost effective, are generally limiting in experimental flexibility and structural/physiological relevance. Our three-dimensional (3D) models of the cervicovaginal epithelium can facilitate analysis of interactions between the host epithelium, sexually transmitted pathogens and bacteria present in the vaginal microbiota. Due to the modular design, additional cell types and environmental modulators can be introduced to the system to provide added complexity, approaching conditions in the infected human host.

ABSTRACT “Leaky gut”, or high intestinal barrier permeability, is common in preterm newborns. The role of microbiota in this process remains largely uncharacterized. We employed both short- and long-read sequencing of the 16S rRNA gene and metagenomes to characterize the intestinal microbiome of a longitudinal cohort of 113 preterm infants born between 24 0/7 -32 6/7 weeks of gestation. Enabled by enhanced taxonomic resolution, we found significantly increased abundance of Bifidobacterium breve and a diet rich in mother’s breastmilk to be associated with intestinal barrier maturation during the first week of life. We combined these factors using genome- resolved metagenomics and identified a highly specialized genetic capability of the Bifidobacterium strains to assimilate human milk oligosaccharides and host-derived glycoproteins. Our study proposed mechanistic roles of breastmilk feeding and intestinal microbial colonization in postnatal intestinal barrier maturation; these observations are critical towards advancing therapeutics to prevent and treat hyperpermeable gut- associated conditions, including necrotizing enterocolitis. IMPORTANCE Despite improvements in neonatal intensive care, necrotizing enterocolitis (NEC) remains a leading cause of morbidity and mortality. “Leaky gut”, or intestinal barrier immaturity with elevated intestinal permeability, is the proximate cause of susceptibility to NEC. Early detection and intervention to prevent leaky gut in “at-risk” preterm neonates is critical to lower the risk for potentially life-threatening complications like NEC. However, the complex interactions between the developing gut microbial community, nutrition, and intestinal barrier function, remain largely uncharacterized. In this study, we revealed the critical role of sufficient breastmilk feeding volume and specialized carbohydrate metabolism capability of Bifidobacterium in coordinated postnatal improvement of intestinal barrier. Determining the clinical and microbial biomarkers that drive the intestinal developmental disparity will inform early detection and novel therapeutic strategies to promote appropriate intestinal barrier maturation, prevent NEC and other adverse health conditions in preterm infants.

Bacterial Vaginosis Associated Bacteria 1 (BVAB1) is an uncultured bacterial species found in the human vagina that belongs to the family Lachnospiraceae within the order Clostridiales, and as its name suggests, is often associated with bacterial vaginosis (BV). In reproductive health, BV is of concern due to its associated risk for HIV, Chlamydia trachomatis, and Neisseria gonorrhoeae acquisition as well as preterm birth. BVAB1 has been shown to be associated with BV persistence after metronidazole treatment and increased vaginal inflammation, and to confer a higher risk of puerperal infections. To date, no genome of BVAB1 is available, which has made it difficult to understand its disease-associated features. We present here a comparative analysis of seven metagenome-assembled genomes (MAGs) of BVAB1, derived from the cervicovaginal lavages of seven separate women. One metagenome was sequenced with long-read technology on a PacBio Sequel II instrument while the others were sequenced using the Illumina HiSeq platform. The MAGs were 1.5-1.7 Mb long, encoding an average of 1,499 genes and had >98% average nucleotide identity to each other. CheckM-estimated genome completion was 98.2%. We propose to rename BVAB1 to Lachnovaginosum genomospecies based on a phylogenetic analysis, and provide genomic evidence that this species may metabolize D-lactate, produce trimethylamine (the chemical responsible for BV-associated odor), and be motile. These MAGs will be a valuable resource and will contribute to our understanding of the heterogenous etiologies of bacterial vaginosis.

Amplification, sequencing and analysis of the 16S rRNA gene affords characterization of microbial community composition. As this tool has become more popular and amplicon-sequencing applications have grown in the total number of samples, growth in sample multiplexing is becoming necessary while maintaining high sequence quality and sequencing depth. Here, modifications to the Illumina HiSeq 2500 platform are described which produce greater multiplexing capabilities and 300 bp paired-end reads of higher quality than produced by the current Illumina MiSeq platform. To improve the feasibility and flexibility of this method, a 2-Step PCR amplification protocol is also described that allows for targeting of different amplicon regions, thus improving amplification success from low bacterial bioburden samples.

Intestinal barrier immaturity, or "leaky gut," is the proximate cause of susceptibility to necrotizing enterocolitis in preterm neonates. However, the impact of intestinal microbiota development on intestinal mucosal barrier maturation has not been evaluated in this population. In this study, we investigated a longitudinally sampled cohort of 38 preterm infants monitored for intestinal permeability (IP) and fecal microbiota during the first two weeks of life. Rapid decrease in IP indicating intestinal barrier function maturation correlated with significant increase in community diversity. In particular, members of the Clostridiales and Bifidobacterium were highly transcriptionally active, and progressively increasing abundance in Clostridiales was significantly associated with decreased gut permeability. Further, neonatal factors previously identified to promote intestinal barrier maturation, including early exclusive breastmilk feeding and low antibiotic exposure, favor the early colonization of the gut microbiota by members of the Clostridiales, which altogether are associated with improved intestinal barrier function in preterm infants.