ABSTRACT Chromosome spatial organization and dynamics influence DNA-related metabolic processes. SMC complexes like cohesin are essential instruments of chromosome folding. Cohesin-dependent chromatin loops bring together distal loci to regulate gene transcription, DNA repair and V(D)J recombination processes. Here we characterize further the roles of members of the cohesin holocomplex in regulating chromatin loop expansion, showing that Scc2, which stimulates cohesin ATPase activity, is essential for the translocation process required to extend DNA loop length. Eco1-dependent acetylation of Smc3 during S phase counteracts this activity through the stabilization of Pds5, to finely tune loop sizes and stability during G2. Inhibiting Pds5 in G2 leads to a strong enlargement of pre-established, stable DNA loops, in a Scc2-dependent manner. Altogether, the study strongly supports a Scc2-mediated translocation process driving expansion of DNA loops in living cells.

The multi-layered arrangement of eukaryotic genomes and chromosome spatial organization dynamics are of functional importance for gene expression, DNA replication and segregation. SMC complexes are essential instruments of chromosome folding by carrying out long range intra-chromatid DNA looping. Cohesin, in addition to tether sister chromatids, also ensures dynamic regulation of gene expression in mammals by promoting interaction between distal regulatory elements and promoters whereas transcription affects genome folding in numerous organisms and in multiple ways. Here, we comprehensively dissect the relative contributions of transcription and cohesin complexes, as well as their interplay, on the yeast S. cerevisiae genome organization through DNA borders and loops. Transcription activation specifically induces appearance of DNA borders and loops, independently of SMC complexes, while also directly interfering in addition with cohesin-mediated loop expansion.

ABSTRACT The RNA polymerase I (Pol I) enzyme that synthesizes large rRNA precursors, exhibits high rate of pauses during elongation, indicative of a discontinuous process. We propose here that Premature Termination of Transcription (PTT) by Pol I is a critical regulatory step limiting rRNA production in vivo . The Pol I mutant, SuperPol (RPA135-F301S), produces 1.5-fold more rRNA than the wild type (WT). Combined CRAC and rRNA analysis link increased rRNA production in SuperPol to reduced PTT, resulting in shifting polymerase distribution toward the 3’ end of rDNA genes. In vitro , SuperPol shows defective nascent transcript cleavage. Notably, SuperPol is resistant to BMH-21, a drug impairing Pol I elongation and inducing proteasome-mediated degradation of Pol I subunits. Compared to WT, SuperPol maintains subunit stability and sustains high transcription levels upon BMH-21 treatment. These comparative results show that PTT is alleviated in SuperPol while it is stimulated by BMH-21 in WT Pol I.

Most transcriptional activity of exponentially growing cells is carried out by the RNA Polymerase I (Pol I), which produces a ribosomal RNA (rRNA) precursor. In budding yeast, Pol I is a multimeric enzyme with 14 subunits. Among them, Rpa49 forms with Rpa34 a Pol I-specific heterodimer (homologous to PAF53/CAST heterodimer in human Pol I), which might be responsible for the specific functions of the Pol I. Previous studies provided insight in the involvement of Rpa49 in initiation, elongation, docking and releasing of Rrn3, an essential Pol I transcription factor. Here, we took advantage of the spontaneous occurrence of extragenic suppressors of the growth defect of the rpa49 null mutant to better understand the activity of Pol I. Combining genetic approaches, biochemical analysis of rRNA synthesis and investigation of the transcription rate at the individual gene scale, we characterized mutated residues of the Pol I as novel extragenic suppressors of the growth defect caused by the absence of Rpa49. When mapped on the Pol I structure, most of these mutations cluster within the jaw-lobe module, at an interface formed by the lobe in Rpa135 and the jaw made up of regions of Rpa190 and Rpa12. In vivo , the suppressor allele RPA135-F301S restores normal rRNA synthesis and increases Pol I density on rDNA genes when Rpa49 is absent. Growth of the Rpa135-F301S mutant is impaired when combined with exosome mutation rrp6 Δ and it massively accumulates pre-rRNA. Moreover, Pol I bearing Rpa135-F301S is a hyper-active RNA polymerase in an in vitro tailed-template assay. We conclude that wild-type RNA polymerase I can be engineered to produce more rRNA in vivo and in vitro . We propose that the mutated area undergoes a conformational change that supports the DNA insertion into the cleft of the enzyme resulting in a super-active form of Pol I.Author summary The nuclear genome of eukaryotic cells is transcribed by three RNA polymerases. RNA polymerase I (Pol I) is a multimeric enzyme specialized in the synthesis of ribosomal RNA. Deregulation of the Pol I function is linked to the etiology of a broad range of human diseases. Understanding the Pol I activity and regulation represents therefore a major challenge. We chose the budding yeast Saccharomyces cerevisiae as a model, because Pol I transcription apparatus is genetically amenable in this organism. Analyses of phenotypic consequences of deletion/truncation of Pol I subunits-coding genes in yeast indeed provided insights into the activity and regulation of the enzyme. Here, we characterized mutations in Pol I that can alleviate the growth defect caused by the absence of Rpa49, one of the subunits composing this multi-protein enzyme. We mapped these mutations on the Pol I structure and found that they all cluster in a well-described structural element, the jaw-lobe module. Combining genetic and biochemical approaches, we showed that Pol I bearing one of these mutations in the Rpa135 subunit is able to produce more ribosomal RNA in vivo and in vitro . We propose that this super-activity is explained by structural rearrangement of the Pol I jaw/lobe interface.

The accumulation of Extrachromosomal rDNA Circles (ERCs) and their asymmetric segregation upon division have been hypothesized to be responsible for replicative senescence in mother yeasts and rejuvenation in daughter cells. However, it remains unclear by which molecular mechanisms ERCs would trigger the irreversible cell cycle slow-down leading to cell death. We show that ERCs accumulation is concomitant with a nucleolar stress, characterized by a massive accumulation of pre-rRNAs in the nucleolus, leading to a loss of nucleus-to-cytoplasm ratio, decreased growth rate and cell-cycle slow-down. This nucleolar stress, observed in old mothers, is not inherited by rejuvenated daughters. Unlike WT, in the long-lived mutant fob1∆, a majority of cells is devoid of nucleolar stress and does not experience replicative senescence before death. Our study provides a unique framework to order the successive steps that govern the transition to replicative senescence and highlights the causal role of nucleolar stress in cellular aging.

Ribosome biogenesis is a complex and energy-demanding process requiring tight coordination of ribosomal RNA (rRNA) and ribosomal protein (RP) production. Alteration of any step in this process may impact growth by leading to proteotoxic stress. Although the transcription factor Hsf1 has emerged as a central regulator of proteostasis, how its activity is coordinated with ribosome biogenesis is unknown. Here we show that arrest of ribosome biogenesis in the budding yeast S. cerevisiae triggers rapid activation of a highly specific stress pathway that coordinately up-regulates Hsf1 target genes and down-regulates RP genes. Activation of Hsf1 target genes requires neo-synthesis of RPs, which accumulate in an insoluble fraction, leading to sequestration of the RP transcriptional activator Ifh1. Our data suggest that levels of newly-synthetized RPs, imported into the nucleus but not yet assembled into ribosomes, work to continuously balance Hsf1 and Ifh1 activity, thus guarding against proteotoxic stress during ribosome assembly.

Understanding how chromatin organizes spatially into chromatid and how sister chromatids are maintained together during mitosis is of fundamental importance in chromosome biology. Cohesin, a member of the Structural Maintenance of Chromosomes (SMC) complex family, holds sister chromatids together and promotes long-range intra-chromatid DNA looping. These cohesin-mediated DNA loops are important for both higher-order mitotic chromatin compaction and, in some organisms, compartmentalization of chromosomes during interphase into topologically associating domains (TADs). Our understanding of the mechanism(s) by which cohesin generates large DNA loops remains incomplete. It involves a combination of molecular partners and active expansion/extrusion of DNA loops. Here we dissect the roles on loop formation of three partners of the cohesin complex: Pds5, Wpl1 and Eco1 acetylase, during yeast mitosis. We identify a new function for Eco1 in negatively regulating cohesin translocase activity, which powers loop extrusion. In the absence of negative regulation, the main barrier to DNA loop expansion appears to be the centromere. Those results provide new insights on the mechanisms regulating cohesin dependent DNA looping.

Chromosome mechanical properties determine DNA folding and dynamics, and underlie all major nuclear functions. Here we combine modeling and real-time motion tracking experiments to infer the physical parameters describing chromatin fibers. In vitro, motion of nucleosome arrays can be accurately modeled by assuming a Kuhn length of 35-55 nm. In vivo, the amplitude of chromosome fluctuations is reduced, and depends on transcription. Transcription activation increases chromatin dynamics only if it involves gene relocalization, while global transcriptional inhibition augments the fluctuations, yet without relocalization. Chromatin fiber motion is accounted for by a model of equilibrium fluctuations of a polymer chain, in which random contacts along the chromosome contour induce an excess of internal friction. Simulations that reproduce chromosome conformation capture and imaging data corroborate this hypothesis. This model unravels the transient nature of chromosome contacts, characterized by a lifetime of ~2 seconds and a free energy of formation of ~1 kBT.