Abstract Huntington’s disease (HD) is a fatal neurodegenerative disorder caused by an expansion of the CAG repeats in the Huntingtin gene ( HTT ). While HD has been shown to have a developmental component, how early during human embryogenesis the HTT-CAG expansion can cause embryonic defects remains unknown. Here, we demonstrate a specific and highly reproducible CAG length-dependent phenotypic signature in a synthetic model for human gastrulation derived from human embryonic stem cells (hESCs). Specifically, we observed a reduction in the extension of the ectodermal compartment that is associated with enhanced ACTIVIN signaling. Surprisingly, rather than a cell-autonomous effect, tracking the dynamics of TGFβ signaling demonstrated that HTT-CAG expansion perturbs the spatial restriction of ACTIVIN response. This is due to defects in the apicobasal polarization in the context of the polarized epithelium of the gastruloid, leading to ectopic subcellular localization of TGFβ receptors. This work refines the earliest developmental window for the prodromal phase of HD to the first two weeks of human development as modeled by our gastruloids.

ABSTRACT Self-organization of discrete fates in human gastruloids is mediated by a hierarchy of signaling pathways. How these pathways are integrated in time, and whether cells maintain a memory of their signaling history remains obscure. Here, we dissect the temporal integration of two key pathways, WNT and ACTIVIN, which along with BMP control gastrulation. CRISPR/Cas9 live reporters of SMAD1, 2 and 4 demonstrate that in contrast to the stable signaling by SMAD1, signaling and transcriptional response by SMAD2 is transient, and while necessary for pluripotency, it is insufficient for differentiation. Pre-exposure to WNT, however, endows cells with the competence to respond to graded levels of ACTIVIN, which induces differentiation without changing SMAD2 dynamics. This cellular memory of WNT signaling is necessary for ACTIVIN morphogen activity. A re-evaluation of the evidence gathered over decades in model systems, re-enforces our conclusions and points to an evolutionarily conserved mechanism.

Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is the causative agent of the global COVID-19 pandemic and the lack of therapeutics hinders pandemic control1-2. Although lung disease is the primary clinical outcome in COVID-19 patients1-3, how SARS-CoV-2 induces tissue pathology in the lung remains elusive. Here we describe a high-throughput platform to generate tens of thousands of self-organizing, nearly identical, and genetically matched human lung buds derived from human pluripotent stem cells (hPSCs) cultured on micropatterned substrates. Strikingly, in vitro-derived human lung buds resemble fetal human lung tissue and display in vivo-like proximo-distal coordination of alveolar and airway tissue differentiation whose 3D epithelial self-organization is directed by the levels of KGF. Single-cell transcriptomics unveiled the cellular identities of airway and alveolar tissue and the differentiation of WNThi cycling alveolar stem cells, a human-specific lung cell type4. These synthetic human lung buds are susceptible to infection by SARS-CoV-2 and endemic coronaviruses and can be used to track cell type-dependent susceptibilities to infection, intercellular transmission and cytopathology in airway and alveolar tissue in individual lung buds. Interestingly, we detected an increased susceptibility to infection in alveolar cells and identified cycling alveolar stem cells as targets of SARS-CoV-2. We used this platform to test neutralizing antibodies isolated from convalescent plasma that efficiently blocked SARS-CoV-2 infection and intercellular transmission. Our platform offers unlimited, rapid and scalable access to disease-relevant lung tissue that recapitulate key hallmarks of human lung development and can be used to track SARS-CoV-2 infection and identify candidate therapeutics for COVID-19.

Abstract Embryogenesis is guided by a limited set of signaling pathways dynamically expressed in different places. How a context dependent signaling response is generated has been a central question of developmental biology, which can now be addressed with in vitro models of human embryos that are derived from embryonic stem cells (hESCs) called gastruloids. Our previous work demonstrated that during early self-organization of gastruloids, cells chronicle signaling hierarchy. Only cells that have been exposed (primed) by WNT signaling can respond to subsequent Activin exposure and differentiate to mesendodermal (ME) fates. Here, we show that WNT priming does not alter SMAD2 binding nor its chromatin opening, but rather, acts by inducing the expression of the SMAD2 co-factor, EOMES. Expression of EOMES is sufficient to replace WNT upstream of Activin-mediated ME differentiation, thus unveiling the mechanistic basis for priming and cellular memory in early development.

Abstract Huntington’s disease (HD) remains an incurable and fatal neurodegenerative disease long after CAG-expansion mutation in the huntingtin gene (HTT) was identified as the cause. The underlying pathological mechanism, whether HTT loss of function or gain of toxicity results from mutation, remains a matter of debate. In this study, we genetically modulated wild-type or mutant HTT expression levels in isogenic human embryonic stem cells to systematically investigate their contribution to HD-specific phenotypes. Using highly reproducible and quantifiable in vitro micropattern-based assays, we observed comparable phenotypes with HD mutation and HTT depletion. However, halving endogenous wild-type HTT levels did not strongly recapitulate the HD phenotypes, arguing against a classical loss of function mechanism. Remarkably, expression of CAG-expanded HTT in non-HD cells induced HD-like phenotypes akin to HTT depletion. By corollary, these results indicate a dominant negative effect of mutated HTT on its wild-type counterpart. Complementation with additional copies of wild-type HTT ameliorated the HD-associated phenotypes, strongly supporting a classical dominant negative mechanism. Understanding the molecular basis of this dominant negative effect will guide the development of efficient clinical strategies to counteract the deleterious impact of mutant HTT on the wild-type protein.

Although fate maps of early gastrula embryos exist for nearly all model organisms, a fate map of the gastrulating human embryo remains elusive. Here we use human gastruloids to piece together part of a rudimentary fate map of the human primitive streak (PS). This is possible because stimulation with differing levels of BMP, WNT, and NODAL leads to self-organization of gastruloids into large and homogenous different subpopulations of endoderm and mesoderm, and comparative parallel analysis of these gastruloids, together with the fate map of the mouse embryo, allows the organization of these subpopulations along an anterior-posterior axis. We also developed a novel cell tracking technique that allowed the detection of robust fate-dependent cell migrations in our gastruloids comparable to those found in the mouse embryo. Taken together, our gastruloid derived fate map and recording of cell migrations provides a first coarse view of the embryonic human PS.

Summary Organizing centers secrete morphogens that specify the emergence of germ layers and the establishment of the body’s axes during embryogenesis. While traditional experimental embryology tools have been instrumental in dissecting the molecular aspects of organizers in model systems, they are impractical in human in-vitro model systems to quantitatively dissect the relationships between signaling and fate along embryonic coordinates. To systematically study human embryonic organizer centers, we devised a collection of optogenetic ePiggyBac vectors to express a photoactivatable Cre-loxP recombinase, that allows the systematic induction of organizer structures by shining blue-light on hESCs. We used a light stimulus to geometrically confine SHH expression in neuralizing hESCs. This led to the self-organization of mediolateral neural patterns from the organizer. scRNA-seq analysis established that these structures represent the dorsal-ventral forebrain, at the end of the first month of development. Here, we show that morphogen light-stimulation is a scalable tool that induces self-organizing centers.