SUMMARY Down syndrome (DS) is a common neurodevelopmental disorder, and cognitive defects in DS patients may arise form imbalances in excitatory and inhibitory neurotransmission. Understanding the mechanisms underlying such imbalances may provide opportunities for therapeutic intervention. Here, we show that human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) derived from DS patients overproduce OLIG2 + ventral forebrain neural progenitors. As a result, DS hiPSC-derived cerebral organoids excessively produce specific subclasses of GABAergic interneurons and cause impaired recognition memory in neuronal chimeric mice. Increased OLIG2 expression in DS cells directly upregulates interneuron lineage-determining transcription factors. shRNA-mediated knockdown of OLIG2 largely reverses abnormal gene expression in early-stage DS neural progenitors, reduces interneuron production in DS organoids and chimeric mouse brains, and improves behavioral deficits in DS chimeric mice. Thus, altered OLIG2 expression may underlie neurodevelopmental abnormalities and cognitive defects in DS patients.

Abstract Microglia, as brain-resident macrophages, play critical roles in brain development, homeostasis, and disease. Microglia in animal models cannot accurately model the properties of human microglia due to notable transcriptomic and functional differences between human and other animal microglia. Efficient generation of microglia from human pluripotent stem cells (hPSCs) provides unprecedented opportunities to study the function and behavior of human microglia. Particularly, incorporating hPSCs-derived microglia into brain organoids facilitates their development in a 3-dimensional context, mimicking the brain environment. However, an optimized method that integrates an appropriate amount of microglia into brain organoids at a proper time point, resembling in vivo brain development, is still lacking. Here, we report the development of a new brain region-specific, microglia-containing organoid model by co-culturing hPSCs-derived primitive neural progenitor cells (pNPCs) and primitive macrophage progenitors (PMPs). In these organoids, hPSCs-derived pNPCs and PMPs interact with each other and develop into functional neurons, astroglia, and microglia, respectively. Importantly, the numbers of human microglia in the organoids can be controlled, resulting in a cell type ratio similar to that seen in the human brain. Using super-resolution microscopy, we demonstrate that these human microglia are able to phagocytize neural progenitor cells (NPCs) and apoptotic cells, as well as to prune synapses at different developmental stages of the organoids. Furthermore, these human microglia respond to Zika virus infection of the organoids, as indicated by amoeboid-like morphology, increased expression of gene transcripts encoding inflammatory cytokines, and excessive pruning of synaptic materials. Together, our findings establish a new microglia-containing brain organoid model that will serve to study human microglial function in a variety of neurological disorders.

Abstract Despite hundreds of risk loci from genome-wide association studies of neuropsychiatric disorders, causal variants/genes remain largely unknown. Here, in NEUROG2 -induced human neurons, we identified 31 risk SNPs in 26 schizophrenia (SZ) risk loci that displayed allele-specific open chromatin (ASoC) and were likely to be functional. Editing the strongest ASoC SNP rs2027349 near vacuolar protein sorting 45 homolog ( VPS45 ) altered the expression of VPS45 , lncRNA AC244033.2 , and a distal gene, C1orf54 , in human neurons. Notably, the global gene expression changes in neurons were enriched for SZ risk and correlated with post-mortem brain gene expression signatures of neuropsychiatric disorders. Neurons carrying the risk allele exhibited increased dendritic complexity, synaptic puncta density, and hyperactivity, which were reversed by knocking-down distinct cis -regulated genes ( VPS45 , AC244033.2 , or C1orf54 ), suggesting a phenotypic contribution from all three genes. Interestingly, transcriptomic analysis of knockdown cells suggested a non-additive effects of these genes. Our study reveals a compound effect of multiple genes at a single SZ locus on synaptic development and function, providing a mechanistic link between a non-coding SZ risk variant and disease-related cellular phenotypes.

ABSTRACT Heterozygous NRXN1 deletions constitute the most prevalent currently known single-gene mutation predisposing to schizophrenia. Previous studies showed that engineered heterozygous NRXN1 deletions impaired neurotransmitter release in human neurons, suggesting a synaptic pathophysiological mechanism. Utilizing this observation for drug discovery, however, requires confidence in its robustness and validity. Here, we describe a multi-center effort to test the generality of this pivotal observation, using independent analyses at two laboratories of patient-derived and newly engineered human neurons with heterozygous NRXN1 deletions. We show that in neurons that were trans-differentiated from induced pluripotent stem cells derived from three NRXN1 -deletion patients, the same impairment in neurotransmitter release was observed as in engineered NRXN1 -deficient neurons. This impairment manifested as a decrease in spontaneous synaptic events and in evoked synaptic responses, and an alteration in synaptic paired-pulse depression. Nrxn1 -deficient mouse neurons generated from embryonic stem cells by the same method as human neurons did not exhibit impaired neurotransmitter release, suggesting a human-specific phenotype. NRXN1 deletions produced a reproducible increase in the levels of CASK, an intracellular NRXN1 -binding protein, and were associated with characteristic gene expression changes. Thus, heterozygous NRXN1 deletions robustly impair synaptic function in human neurons regardless of genetic background, enabling future drug discovery efforts.

Abstract Mutations in many synaptic genes are associated with autism spectrum disorders (ASDs), suggesting that synaptic dysfunction is a key driver of ASD pathogenesis. Among these mutations, the R451C-substitution in the NLGN3 gene that encodes the postsynaptic adhesion molecule Neuroligin-3 is noteworthy because it was the first specific mutation linked to ASDs. In mice, the corresponding Nlgn3 R451C-knockin mutation recapitulates social interaction deficits of ASD patients and produces synaptic abnormalities, but the impact of the NLGN3 R451C-mutation on human neurons has not been investigated. Here, we generated human knock-in neurons with the NLGN3 R451C-mutation. Strikingly, analyses of NLGN3 R451C-mutant neurons revealed that the R451C-mutation decreased NLGN3 protein levels but enhanced the strength of excitatory synapses without affecting inhibitory synapses. No significant cell death and endoplasmic reticulum stress were detected. Importantly, the augmentation of excitatory transmission was confirmed in vivo with human neurons transplanted into mouse forebrain. Using single-cell RNA-seq experiments with co-cultured excitatory and inhibitory NLGN3 R451C-mutant neurons, we identified differentially expressed genes in relatively mature human neurons that corresponded to synaptic gene expression networks. Moreover, gene ontology and enrichment analyses revealed convergent gene networks associated with ASDs and other mental disorders. Our findings suggest that the NLGN3 R451C-mutation induces a gain-of-function enhancement in excitatory synaptic transmission that may contribute to the pathophysiology of ASDs.

Functional interpretation of noncoding disease variants, which likely regulate gene expression, has been challenging. Chromatin accessibility strongly influences gene expression during neurodevelopment; however, to what extent genetic variants can alter chromatin accessibility in the context of brain disorders/traits is unknown. Using human induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived neurons as a neurodevelopmental model, we identified abundant open-chromatin regions absent in adult brain samples and thousands of genetic variants exhibiting allele-specific open-chromatin (ASoC). ASoC variants are overrepresented in brain enhancers, transcription-factor-binding sites, and quantitative-trait-loci associated with gene expression, histone modification, and DNA methylation. Notably, compared to open chromatin regions and other commonly used functional annotations, neuronal ASoC variants showed much stronger enrichments of risk variants for various brain disorders/traits. Our study provides the first snapshot of the neuronal ASoC landscape and a powerful framework for prioritizing functional disease variants.

The bed nucleus of stria terminalis (BNST) is a forebrain region highly sensitive to stress that expresses corticotropin-releasing hormone (CRH) neuropeptide at high levels and regulates negative valence behaviors associated with anxiety. However, how chronic stress modulates CRH signaling and neuronal activity in BNST remains unknown. We subjected C57BL6/J mice to a 6-week chronic variable mild stress (CVMS) paradigm and investigated the effects on behavior, BNST cellular neurophysiology, and BNST CRH signaling. We also utilized pharmacological infusions and optogenetics to decipher and mimic the effects of CVMS on BNST cellular neurophysiology and behavior. CVMS elevated plasma corticosterone levels, induced negative valence behaviors associated with anxiety, diminished M-currents (voltage-gated K+ currents that stabilize membrane potential and regulate neuronal excitability), and increased mEPSC amplitude in ovBNST. Additionally, the number of c-fos+, CRH+, and CRH activator pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide (PACAP)+ cells were increased while CRH inhibitor striatal-enriched protein tyrosine phosphatase (STEP)+ cells were decreased in ovBNST. These expression data were confirmed with qPCR. CVMS also activated PKA in BNST and the electrophysiological and behavioral effects of CVMS were reversed by ovBNST infusion of the PKA-selective antagonist H89. Moreover, optogenetic activation of ovBNST directly induced negative valence behaviors associated with anxiety, mimicking the effects of CVMS. CVMS mediates effects on negative valence behaviors associated with anxiety by activating CRH signaling components and cellular excitability in ovBNST. Our findings decipher an important CRH-associated stress molecular signature in BNST and advance our understanding of the neural circuitry underlying stress-induced disorders.