Abstract Human γD-crystallin (HγD) is an abundant and highly stable two-domain protein in the core region of the eye lens. Destabilizing mutations and post-translational modifications in this protein are linked to onset of aggregation that causes cataract disease (lens turbidity). Wild-type HγD greatly accelerates aggregation of the cataract-related W42Q variant, without itself aggregating. The mechanism of this “inverse prion” catalysis of aggregation remained unknown. Here we provide evidence that an early unfolding intermediate with an opened domain interface enables transient dimerization of the C-terminal domains of wild-type and mutant, or mutant and mutant, HγD molecules, which deprives the mutant’s N-terminal domain of intramolecular stabilization by the native domain interface and thus accelerates its misfolding to a distinct, aggregation-prone intermediate. A detailed kinetic model predicts universal power-law scaling relationships for lag time and rate of the resulting aggregation, which are in excellent agreement with the data. The mechanism reported here, which we term interface stealing, can be generalized to explain how common domain-domain interactions can have surprising consequences, such as conformational catalysis of unfolding, in multidomain proteins. Significance Most known proteins in nature consist of multiple domains. Interactions between domains may lead to unexpected folding and misfolding phenomena. This study of human γD-crystallin, a two-domain protein in the eye lens, revealed one such surprise: conformational catalysis of misfolding via intermolecular domain interface “stealing.” An intermolecular interface between the more stable domains outcompetes the native intramolecular domain interface. Loss of the native interface in turn promotes misfolding and subsequent aggregation, especially in cataract-related γD-crystallin variants. This phenomenon is likely a contributing factor in the development of cataract disease, the leading worldwide cause of blindness. However, interface stealing likely occurs in many proteins composed of two or more interacting domains.

Abstract Cataract is one of the most prevalent protein aggregation disorders and still the most common cause of vision loss worldwide. The metabolically quiescent core region of the human lens lacks cellular or protein turnover; it has therefore evolved remarkable mechanisms to resist light-scattering protein aggregation for a lifetime. We now report that one such mechanism involves an unusually abundant lens metabolite, myo- inositol, suppressing aggregation of lens crystallins. We quantified aggregation suppression using our previously well-characterized in vitro aggregation assays of oxidation-mimicking human γD-crystallin variants and investigated myo- inositol’s molecular mechanism of action using solution NMR, negative-stain TEM, differential scanning fluorometry, thermal scanning Raman spectroscopy, turbidimetry in redox buffers, and free thiol quantitation. Unlike many known chemical chaperones, myo- inositol’s primary target was neither the native nor the unfolded state of the protein, nor the final aggregated state, but rather the rate-limiting bimolecular step on the aggregation pathway. Given recent metabolomic evidence that it is severely depleted in human cataractous lenses compared to age-matched controls, we suggest that maintaining or restoring healthy levels of myo- inositol in the lens may be a simple, safe, and globally accessible strategy to prevent or delay lens opacification due to age-onset cataract.

Considerable mechanistic insight has been gained into amyloid aggregation; however, a large class of non-amyloid protein aggregates are considered ′amorphous,′ and in most cases little is known about their mechanisms. Amorphous aggregation of γ-crystallins in the eye lens causes a widespread disease of aging, cataract. We combined simulations and experiments to study the mechanism of aggregation of two γD-crystallin mutants, W42R and W42Q - the former a congenital cataract mutation, and the latter a mimic of age-related oxidative damage. We found that formation of an internal disulfide was necessary and sufficient for aggregation under physiological conditions. Two-chain all-atom simulations predicted that one non-native disulfide in particular, between Cys32 and Cys41, was likely to stabilize an unfolding intermediate prone to intermolecular interactions. Mass spectrometry and mutagenesis experiments confirmed the presence of this bond in the aggregates and its necessity for oxidative aggregation under physiological conditions in vitro. Mining the simulation data linked formation of this disulfide to extrusion of the N-terminal β-hairpin and rearrangement of the native β-sheet topology. Specific binding between the extruded hairpin and a distal β-sheet, in an intermolecular chain reaction similar to domain swapping, is the most probable mechanism of aggregate propagation.

Several mutations in human γD-crystallin (HγD), a long-lived eye lens protein, cause misfolding and aggregation, leading to cataract. Surprisingly, wild-type HγD catalyzes aggregation of its cataract related W42Q variant while itself remaining soluble -- the inverse of the classical prion-like scenario whereby misfolded polypeptides catalyze aggregation of natively folded ones. The search for a biochemical mechanism of catalysis of W42Q aggregation by WT has revealed that WT HγD can transfer a disulfide bond to the W42Q variant. The transferred disulfide kinetically traps an aggregation-prone intermediate made accessible by the W42Q mutation, facilitating light-scattering aggregation of the W42Q variant. The aggregating variant thus becomes a disulfide sink, removing the disulfides from solution. Such redox "hot potato" competitions among wild-type and mutant or modified polypeptides may be relevant for many long-lived proteins that function in oxidizing environments. In these cases aggregation may be forestalled by inhibiting disulfide flow toward damaged polypeptides.

Summary Non-native conformations drive protein misfolding diseases, complicate bioengineering efforts, and fuel molecular evolution. No current experimental technique is well-suited for elucidating them and their phenotypic effects. Especially intractable are the transient conformations populated by intrinsically disordered proteins. We describe an approach to systematically discover, stabilize, and purify native and non-native conformations, generated in vitro or in vivo , and directly link conformations to molecular, organismal, or evolutionary phenotypes. This approach involves high-throughput disulfide scanning (HTDS) of the entire protein. To reveal which disulfides trap which chromatographically resolvable conformers, we devised a deep-sequencing method for double-Cys variant libraries of proteins that precisely and simultaneously locates both Cys residues within each polypeptide. HTDS of the abundant E. coli periplasmic chaperone HdeA revealed distinct classes of disordered hydrophobic conformers with variable cytotoxicity depending on where the backbone was cross-linked. HTDS can bridge conformational and phenotypic landscapes for many proteins that function in disulfide-permissive environments.

Many secreted proteins contain multiple disulfide bonds. How disulfide formation is coupled to protein folding in the cell remains poorly understood at the molecular level. Here, we combine experiment and simulation to address this question as it pertains to the SARS-CoV-2 receptor binding domain (RBD). We show that, whereas RBD can refold reversibly when its disulfides are intact, their disruption causes misfolding into a nonnative molten-globule state that is highly prone to aggregation and disulfide scrambling. Thus, non-equilibrium mechanisms are needed to ensure disulfides form prior to folding in vivo. Our simulations suggest that co-translational folding may accomplish this, as native disulfide pairs are predicted to form with high probability at intermediate lengths, ultimately committing the RBD to its metastable native state and circumventing nonnative intermediates. This detailed molecular picture of the RBD folding landscape may shed light on SARS-CoV-2 pathology and molecular constraints governing SARS-CoV-2 evolution.