Abstract Talin is a mechanosensitive component of adhesion complexes that directly couples integrins to the actin cytoskeleton. In response to force, talin undergoes switch-like behaviour of its multiple rod domains that modulate interactions with its binding partners. Cyclin-dependent kinase-1 (CDK1) is a key regulator of the cell cycle, exerting its effects through synchronised phosphorylation of a large number of protein targets. CDK1 activity also maintains adhesion during interphase, and its inhibition is a prerequisite for the tightly choreographed changes in cell shape and adhesiveness that are required for successful completion of mitosis. Using a combination of biochemical, structural and cell biological approaches, we demonstrate a direct interaction between talin and CDK1 that occurs at sites of integrin-mediated adhesion. Mutagenesis demonstrated that CDK1 contains a functional talin-binding LD motif, and the binding site within talin was pinpointed to helical bundle R8 through the use of recombinant fragments. Talin also contains a consensus CDK1 phosphorylation motif centred on S1589; a site that was phosphorylated by CDK1 in vitro . A phosphomimetic mutant of this site within talin lowered the binding affinity of KANK and weakened the mechanical response of the region, potentially altering downstream mechanotransduction pathways. The direct binding of the master cell cycle regulator, CDK1, to the primary integrin effector, talin, therefore provides a primordial solution for coupling the cell proliferation and cell adhesion machineries, and thereby enables microenvironmental control of cell division in multicellular organisms. Summary The direct binding of the master cell cycle regulator, CDK1, to the primary integrin effector, talin, provides a primordial solution for coupling the cell proliferation and cell adhesion machineries, and thereby enables microenvironmental control of cell division.

Abstract Talin and vinculin are part of a multi-component system involved in mechanosensing in cell-matrix adhesions. Both exist in auto-inhibited forms, and activation of vinculin requires binding to mechanically activated talin, yet how forces affect talin’s interaction with vinculin has not been investigated. Here by quantifying the force-dependent talin-vinculin interactions and kinetics using single-molecule analysis, we show that mechanical exposure of a single vinculin binding site (VBS) in talin is sufficient to relieve the autoinhibition of vinculin resulting in high-affinity binding. We provide evidence that the vinculin undergoes dynamic fluctuations between an auto-inhibited closed conformation and an open conformation that is stabilized upon binding to the VBS. Furthermore, we discover an additional level of regulation in which the mechanically exposed VBS binds vinculin significantly more tightly than the isolated VBS alone. Molecular dynamics simulations reveal the basis of this new regulatory mechanism, identifying a sensitive force-dependent change in the conformation of an exposed VBS that modulates binding. Together, these results provide a comprehensive understanding of how the interplay between force and autoinhibition provides exquisite complexity within this major mechanosensing axis.

Mechanotransduction of cells relies on responding to tension transmitted along various supramolecular linkages. Tension gauge tethers (TGTs), short double-stranded DNA (dsDNA) fragments that undergo irreversible tension-dependent dissociation under shear-stretching mode, have been widely applied in live cell experiments to provide critical insights into the mechanotransduction activities of cells. However, the current physical understanding of the mechanical responses of TGTs remains limited, which restricts the range of information that can be extracted from experimental observations. In order to provide quantitative in-depth understanding and interpretation of experimental observations, in this work, we quantified the tension-dependent lifetime of TGTs from which the mechanical stability of TGTs under various physiologically relevant stretching conditions can be derived. Applications of the determined mechanical stability of TGTs to cell studies strongly suggest revisiting the previous interpretations of several reported experimental observations.

Tensile forces regulate epithelial homeostasis, but the molecular mechanisms behind this regulation are poorly understood. Using structured illumination microscopy and proximity ligation assays we show that the tight junction protein ZO-1 undergoes actomyosin tension-dependent stretching and folding in vivo. Magnetic tweezers experiments using purified ZO-1 indicate that pN-scale tensions (~2-4 pN) are sufficient to maintain the stretched conformation of ZO-1, while keeping its structured domains intact. Actomyosin tension and substrate stiffness regulate the localization and expression of the transcription factor DbpA and the tight junction membrane protein occludin in a ZO-1/ZO-2-dependent manner, resulting in modulation of gene expression, cell proliferation, barrier function and cyst morphogenesis. Interactions between the N-terminal (ZPSG) and C-terminal domains of ZO-1 prevent binding of DbpA to the ZPSG, and folding is antagonized by heterodimerization with ZO-2. We propose that tensile forces regulate epithelial homeostasis by activating ZO proteins through stretching, to modulate their protein interactions and downstream signaling.

Abstract Titin N2B unique sequence (N2B-us) is a 572 amino acid sequence that acts as an elastic spring to regulate muscle passive elasticity. It is thought to lack stable tertiary structures and is a force-bearing region that is regulated by mechanical stretching. In this study, the conformation of N2B-us and its interaction with four-and-a-half LIM domain protein 2 (FHL2) are investigated using AlphaFold2 predictions and single-molecule experimental validation. Surprisingly, a stable alpha/beta structural domain is predicted and confirmed in N2B-us that can be mechanically unfolded at forces of a few piconewtons. Additionally, more than twenty FHL2 LIM domain binding sites are predicted to spread throughout N2B-us. Single-molecule manipulation experiments reveals the force-dependent binding of FHL2 to the N2B-us structural domain. These findings provide insights into the mechano-sensing functions of N2B-us and its interactions with FHL2.

The HMP1-HMP2 protein complex, a counterpart of α -catenin– β -catenin complex in C. elegans, mediates the tension transmission between HMR1 (cadherin) and actin cytoskeleton and serves as a critical mechanosensor at the cell–cell adherens junction. The complex has been shown to play critical roles in embryonic development and tissue integrity in C. elegans. The complex is subject to tension due to internal actomyosin contractility and external mechanical micro-environmental perturbations. However, how tension regulates the stability and interaction of HMP1–HMP2 complex has yet to be investigated. Here, we directly quantify the mechanical stability of the full-length HMP1 and its force-bearing modulation domains (M1-M3), and show that they unfold within physiological level of tension (pico-newton scale). The inter-domain interactions within the modulation domain leads to strong mechanical stabilization of M1 in HMP1, resulting in a significantly stronger force threshold to expose the buried vinculin binding site compared to the M1 domain in α -catenins. Moreover, we also quantify the mechanical stability of the inter-molecular HMP1–HMP2 interface and show that it is mechanically stable enough to support the tension-transmission and tension-sensing of the HMP1 modulation domains. Further, we show that single-residue phosphomimetic mutation (Y69E) on HMP2 weakens the mechanical stability of the HMP1–HMP2 interface and thus weakens the force-transmission molecular linkage and the associated mechanosensing functions. Together, these results provide a mechano-biochemical understanding of C. elegans HMP1–HMP2 protein complex’s roles in mechanotransduction.

Abstract α-Synuclein aggregation is a common trait in synucleinopathies, including Parkinson’s disease. Being an unstructured protein, α-synuclein exists in several distinct conformational intermediates, contributing to both its function and pathogenesis. However, the regulation of these monomer conformations by biochemical factors and potential drugs has remained elusive. In this study, we devised an in-situ single-molecule manipulation approach to pinpoint kinetically stable conformational intermediates of monomeric α-synuclein and explore the effects of various biochemical factors and drugs. We uncovered a partially folded conformation located in the non-amyloid-β component (NAC) region of monomeric α-synuclein, which is regulated by preNAC region. This conformational intermediate is sensitive to biochemical perturbations and small-molecule drugs that influencing α-synuclein’s aggregation tendency. Our findings reveal that this partially folded intermediate may play a role in α-synuclein aggregation, offering fresh perspectives for potential treatments aimed at the initial stage of higher-order α-synuclein aggregation. The single-molecule approach developed here can be broadly applied to the study of disease-related intrinsically disordered proteins.

The Caenorhabditis elegans HMP-2/HMP-1 complex, akin to the mammalian β -catenin- α -catenin complex, serves as a critical mechanosensor at cell–cell adherens junctions, transducing tension between HMR-1 (also known as cadherin in mammals) and the actin cytoskeleton. Essential for embryonic development and tissue integrity in C. elegans , this complex experiences tension from both internal actomyosin contractility and external mechanical microenvironmental perturbations. While offering a valuable evolutionary comparison to its mammalian counterpart, the impact of tension on the mechanical stability of HMP-1 and HMP-2/HMP-1 interactions remains unexplored. In this study, we directly quantified the mechanical stability of full-length HMP-1 and its force-bearing modulation domains (M1-M3), as well as the HMP-2/HMP-1 interface. Notably, the M1 domain in HMP-1 exhibits significantly higher mechanical stability than its mammalian analog, attributable to interdomain interactions with M2-M3. Introducing salt bridge mutations in the M3 domain weakens the mechanical stability of the M1 domain. Moreover, the intermolecular HMP-2/HMP-1 interface surpasses its mammalian counterpart in mechanical stability, enabling it to support the mechanical activation of the autoinhibited M1 domain for mechanotransduction. Additionally, the phosphomimetic mutation Y69E in HMP-2 weakens the mechanical stability of the HMP-2/HMP-1 interface, compromising the force-transmission molecular linkage and its associated mechanosensing functions. Collectively, these findings provide mechanobiological insights into the C. elegans HMP-2/HMP-1 complex, highlighting the impact of salt bridges on mechanical stability in α -catenin and demonstrating the evolutionary conservation of the mechanical switch mechanism activating the HMP-1 modulation domain for protein binding at the single-molecule level.

The 572 amino acids unique sequence on titin N2B element (N2B-us) is known to regulate the passive elasticity of muscle as an elastic spring. It also serves as a hub for cardiac hypertrophic signaling by interacting with multiple proteins such as FHL1(Sheikh et al , 2008), FHL2(Lange et al , 2002), and Erk2(Perkin et al , 2015). N2B-us is thought to be an intrinsically disordered region. In addition, N2B-us bears force; therefore, the functions of N2B-us are likely regulated by mechanical stretching. In the work, we investigated the conformation of N2B-us as well as its force-dependent interaction with FHL2 using a combination of AlphaFold2 predictions and single-molecule experimental validation. Surprisingly, a stable alpha/beta structural domain (~115 a.a.) was predicted and confirmed in N2B-us, which can be mechanically unfolded at forces greater than 5 pN. More than twenty FHL2 LIM domain binding sites were predicted to spread throughout N2B-us including the regions cryptic in the structural domain. Mechanosensitive binding of FHL2 to N2B-us is revealed in single-molecule manipulation experiments. Together, the results unveil several previously unknown aspects of the N2B-us conformations and its force-dependent interactions with FHL2, which provides new insights into the physiological functions of the force-bearing N2B-us region.