ABSTRACT The end-to-end fusion of enzymes that catalyse successive steps in a reaction pathway is a metabolic engineering strategy that has been successfully applied in a variety of pathways and is particularly common in terpene bioproduction. Despite its popularity, limited work has been done to interrogate the mechanism of metabolic enhancement from enzyme fusion. We observed a remarkable >110-fold improvement in nerolidol production upon translational fusion of nerolidol synthase (a sesquiterpene synthase) to farnesyl diphosphate synthase. This delivered a titre increase from 29.6 mg/L up to 4.2 g/L nerolidol in a single engineering step. Whole-cell proteomic analysis revealed that nerolidol synthase levels in the fusion strains were greatly elevated compared to the non-fusion control. Similarly, the fusion of nerolidol synthase to non-catalytic domains also produced comparable increases in titre, which coincided with improved enzyme expression. When farnesyl diphosphate synthase was fused to other terpene synthases, we observed more modest improvements in terpene titre (1.9- and 3.8-fold), which corresponds to increases of a similar magnitude in terpene synthase expression. Therefore, increased in vivo enzyme levels – resulting from improved expression and/or stability – is likely to be a major driver of catalytic enhancement from enzyme fusion.

ABSTRACT Enzyme spatial organisation and compartmentalisation are naturally evolved mechanisms for facilitating multi-step biocatalysis. We explored the synthetic in vivo co-encapsulation of two different cargo proteins in yeast using a self-assembling virus-like particle. Co-encapsulation was verified using single particle techniques for both end-to-end fusion of the cargo proteins with the encapsulation anchor at one end, and coexpression of each cargo protein with their individual anchors. The co-encapsulation of a bifunctional geranyl diphosphate/farnesyl diphosphate synthase and a bifunctional linalool/nerolidol synthase delivered nerolidol titres up to 30 times that of an unorganised ‘free’ enzyme control, a remarkable improvement from a single engineering step. Interestingly, striking differences in the ratio of products (linalool and nerolidol) were observed with each spatial organisation approach. This work presents the largest reported titre fold increases from in vivo enzyme compartmentalisation and suggests that enzyme spatial organisation could be used to modulate the product profile of promiscuous enzymes.

Abstract The short-chain gaseous alkanes (ethane, propane and butane; SCGAs) are important components of natural gas, yet our understanding of their fate in environmental systems is poorly understood. Microbially mediated anaerobic oxidation of SCGAs coupled to nitrate reduction has been demonstrated for propane, but is yet to be shown for ethane or butane – despite being energetically feasible. Here we report two independent bacterial enrichments performing anaerobic ethane and butane oxidation, respectively, coupled to nitrate reduction to dinitrogen gas and ammonium. Isotopic 13 C-and 15 N-labelling experiments, mass and electron balance tests, and metabolite and meta-omics analyses collectively reveal that the recently described propane-oxidising ‘ Candidatus Alkanivorans nitratireducens’ was also responsible for nitrate-dependent anaerobic oxidation of the SCGAs in both these enrichments. The complete genome of this species encodes alkylsuccinate synthase genes for the activation of ethane/butane via fumarate addition. Further substrate range tests confirm ‘ Ca. A. nitratireducens’ is metabolically versatile, being able to degrade ethane, propane and butane under anaerobic conditions. Moreover, our study proves nitrate as an additional electron sink for ethane and butane in anaerobic environments, and for the first time demonstrates the use of the fumarate addition pathway in anaerobic ethane oxidation. These findings significantly contribute to our understanding of microbial metabolism of SCGAs in anaerobic environments.