ABSTRACT Adenosine deaminases acting on RNA (ADARs) can be repurposed to enable programmable RNA editing, however their exogenous delivery leads to transcriptome-wide off-targeting, and additionally, enzymatic activity on certain RNA motifs, especially those flanked by a 5’ guanosine is very low thus limiting their utility as a transcriptome engineering toolset. To address this, we explored comprehensive ADAR2 protein engineering via three approaches: First, we performed a novel deep mutational scan of the deaminase domain that enabled direct coupling of variants to corresponding RNA editing activity. Experimentally measuring the impact of every amino acid substitution across 261 residues, i.e. ~5000 variants, on RNA editing, revealed intrinsic domain properties, and also several mutations that greatly enhanced RNA editing. Second, we performed a domain-wide mutagenesis screen to identify variants that increased activity at 5’-GA-3 ’ motifs, and discovered novel mutants that enabled robust RNA editing. Third, we engineered the domain at the fragment level to create split deaminases. Notably, compared to full-length deaminase overexpression, split-deaminases resulted in >1000 fold more specific RNA editing. Taken together, we anticipate this comprehensive deaminase engineering will enable broader utility of the ADAR toolset for RNA biotechnology and therapeutic applications.

ABSTRACT Adeno-associated viruses (AAVs) are common gene therapy vectors, however, their effectiveness is hindered by poor target tissue transduction and off-target delivery. Hypothesizing that naturally occurring receptor-ligand interactions could be repurposed to engineer tropism, we fragmented all annotated protein ligands known to bind human receptors into tiling 20-mer peptides and displayed these onto the surface loops of AAV5 and AAV9 capsids at two sites. The resulting four capsid libraries, comprising >1 million AAV variants, were screened across 9 tissues in C57BL/6 mice. Tracking variant abundance, we identified >250,000 variants which packaged into capsids, and >15,000 variants which efficiently transduced at least one mouse organ. We individually validated 21 AAV variants with 74.3% of the organ tropism predictions accurately reproducing, confirming overall screen efficacy. Systematic ligand tiling enabled prediction of putative AAV-receptor interactions, which we successfully validated by targeted genetic perturbations. Comprehensive peptide tiling also enabled examination of homologous peptide activity. Interestingly, we observed functional peptides tended to be derived from specific domains on ligands. Notably, certain peptides also displayed consistent activity across mice strains, capsid insertion contexts, and capsid serotypes, including novel immune orthogonal serotypes. Further analyses of displayed peptides revealed that biophysical attributes were highly predictive of AAV variant packaging, and there was a machine learnable relationship between peptide sequence and tissue tropism. We anticipate this comprehensive ligand peptide tiling and display approach will enable engineering of tropism across diverse viral, viral-like, and non-viral delivery platforms, and shed light into basic receptor-ligand biology.

A major hurdle in protein-based therapeutics is the interaction with the adaptive immune system, which can lead to neutralization by circulating antibodies and clearance of treated cells by cytotoxic T-lymphocytes. One method of circumventing these issues is to use human or humanized proteins which avoid the immune response by self-recognition. However, this approach limits potential protein therapeutics to those of human origin, excluding many exciting effectors and delivery vehicles such as CRISPR-Cas9 and adeno-associated viruses (AAVs). To address this issue, we propose here the sequential use of orthologous proteins whose function is constrained by natural selection, but whose structure is subject to diversification by genetic drift. This would, in principle, allow for repeated treatments by immune orthogonal orthologs without reduced efficacy due to lack of immune cross-reactivity among the proteins. To explore and validate this concept we chose 91 Type II CRISPR-Cas9 orthologs and 167 AAV capsid protein orthologs, and developed a pipeline to compare total sequence similarity as well as predicted binding to class I and class II Major Histocompatibility Complex (MHC) proteins. Interestingly, MHC binding predictions revealed wide diversity among the set of Cas9 orthologs, with 83% of pairs predicted to have non cross-reacting immune responses, while no global immune orthogonality among AAV serotypes was observed. To confirm these findings we selected two Cas9 orthologs, from S. pyogenes and S. aureus, predicted to be orthogonal in immune space, and delivered them into mice via multiple AAV serotypes. We observed cross-reacting antibodies against AAV but not Cas9 orthologs in sera from immunized mice, validating the computationally predicted immune orthogonality among these proteins. Moving forward, we anticipate this framework can be applied to prescribe sequential regimens of immune orthogonal protein therapeutics to circumvent pre-existing or induced immunity, and eventually, to rationally engineer immune orthogonality among protein orthologs.

Sexual recombination only occurs in eukaryotes; however, many bacteria can actively recombine with environmental DNA. This behavior, referred to as transformation, has been described in many species from diverse taxonomic backgrounds. Transformation is hypothesized to carry some selective advantages similar to those postulated for meiotic sex in eukaryotes. However, the accumulation of loss-of-function alleles at transformation loci and an increased mutational load from recombining with DNA from dead cells create additional costs to transformation. These costs have been shown to outweigh many of the benefits of recombination under a variety of likely parameters. We investigate an additional proposed benefit of sexual recombination, the Red Queen hypothesis, as it relates to bacterial transformation. Here we describe a model showing that host-pathogen coevolution may provide a large selective benefit to transformation and allow transforming cells to invade an environment dominated by otherwise equal non-transformers. Furthermore, we observe that host-pathogen dynamics cause the selection pressure on transformation to vary extensively in time, potentially explaining the tight regulation and wide variety of rates observed in naturally competent bacteria. Host-pathogen dynamics may explain the evolution and maintenance of natural competence despite its associated costs.

ABSTRACT RNAs are a powerful therapeutic class. However their inherent transience impacts their activity both as an interacting moiety as well as a template. Circularization of RNA has been demonstrated as a means to improve persistence, however simple and scalable approaches to achieve this are lacking. Utilizing autocatalytic RNA circularization, here we engineer i n situ c ircularized RNAs (icRNAs). This approach enables icRNA delivery as simple linear RNA that is circularized upon delivery into the cell, thus making them compatible with routine synthesis, purification, and delivery formulations. We confirmed extensive protein translation from icRNAs both in vitro and in vivo and explored their utility in three contexts: first, we delivered the SARS-CoV-2 Omicron spike protein in vivo as icRNAs and showed corresponding induction of humoral immune responses; second, we demonstrated robust genome targeting via zinc finger nucleases delivered as icRNAs; and third, to enable compatibility between persistence of expression and immunogenicity, we developed a novel lo ng ra nge multiple x ed (LORAX) protein engineering methodology to screen progressively deimmunized Cas9 proteins, and demonstrated efficient genome and epigenome targeting via their delivery as icRNAs. We anticipate this highly simple and scalable icRNA methodology could have broad utility in basic science and therapeutic applications.