ABSTRACT BACKGROUND The Ehlers Danlos syndromes (EDS) are a heterogeneous group of heritable disorders affecting connective tissues. The mutations causing the various forms of EDS in humans are well characterized, but the genetic mutations causing EDS-like clinical pathology in dogs are not known, thus hampering accurate clinical diagnosis. RESULTS Clinical analysis of two independent cases of skin hyperextensibility and fragility, one with pronounced joint hypermobility was suggestive of EDS. Whole genome sequencing revealed de novo mutations of COL5A1 in both cases, confirming the diagnosis of the classical form of EDS. The heterozygous COL5A1 p.Gly1013ValfsTer260 mutation characterized in case 1 introduced a premature termination codon and would be expected to result in α1(V) mRNA nonsense-mediated mRNA decay and collagen V haploinsufficiency. While mRNA was not available from this dog, biochemical analysis of the dermis suggested reduced collagen V in the dermis and ultrastructural analysis demonstrated variability in collagen fibril diameter and the presence of collagen aggregates, termed ‘collagen cauliflowers’, consistent with COL5A1 mutations underlying classical EDS. In the second case DNA sequencing demonstrated a p.Gly1571Arg missense variant in the COL5A1 gene. While samples were not available for further analysis, such a glycine substitution would be expected to destabilize the strict molecular structure of the collagen V triple helix and thus affect protein stability and/or integration of the mutant collagen into the collagen V/collagen I heterotypic dermal fibrils. CONCLUSIONS This is the first report of genetic variants in the COL5A1 gene causing the clinical presentation of EDS in dogs. These data provide further evidence of the important role of collagen V in dermal collagen fibrillogenesis. Importantly from the clinical perspective we show the utility of DNA sequencing, combined with the established clinical criteria, in the accurate diagnosis of EDS in dogs.

ABSTRACT Osteogenesis imperfecta (OI) is typically caused by autosomal dominant mutations in genes encoding collagen type-I, most commonly resulting in Gly→Ser triple-helical domain substitutions that disrupt collagen folding and/or stability. Here, we test the hypothesis that upregulating the endoplasmic reticulum (ER) proteo-stasis network via the unfolded protein response (UPR) can improve the folding and secretion of the clinically severe, prototypical OI-causing COL1A1 p.G425S collagen-α1(I) variant. We first show that small molecules that activate the entire UPR by causing global ER protein misfolding stress severely ablate collagen-I secretion from both G425S Colα1(I)- and wild-type (WT) Colα1(I)-expressing primary fibroblasts. In contrast, stress-independent, specific induction of just the UPR’s XBP1s transcriptional response can enhance collagen-I secretion from G425S Colα1(I) patient primary fibroblasts up to ~300% of basal levels. Notably, the effect is selective – collagen-I secretion from WT Colα1(I)-expressing healthy donor primary fibroblasts is unaltered by XBP1s. XBP1s pathway activation appears to post-translationally enhance the folding/assembly and secretion of G425S Colα1(I), as only modest impacts on collagen-I transcription or synthesis are observed. Consistent with this notion, we find that the stable, triple-helical collagen-I secreted by XBP1s-activated G425S α1(I) patient fibroblasts includes a higher proportion of the mutant α1(I) polypeptide than the collagen-I secreted under basal ER proteostasis conditions. We note that consistent reproducibility of these results is dependent on as yet unascertained experimental variables. Still, these promising observations suggest the potential for ER proteo-stasis network modulation to improve mutant collagen proteostasis in the collagenopathies, motivating further investigation of the effect’s generality, underlying mechanism, and potential therapeutic benefits.

Collagenopathies are a group of clinically diverse disorders caused by defects in collagen folding and secretion. For example, mutations in the gene encoding collagen type-II (COL2A1), the primary collagen in cartilage, can lead to chondrodysplasias of various severities. One example is the Gly1170Ser substitution in procollagen-II, which causes precocious osteoarthritis and Legg-Calvé-Perthes disease. Here, we develop and characterize a novel induced pluripotent stem cell-based cartilage model of this disease, including both hetero- and homozygous genotypes. Biochemical characterization reveals that Gly1170Ser procollagen-II is notably slow to fold and secrete. Procollagen-II accumulates intracellularly, consistent with an endoplasmic reticulum (ER) storage disorder. Intriguingly, perhaps due to the pathologic substitution occurring within a triple-helical domain that lacks hydrophobic character, this ER protein accumulation is not recognized by cellular stress responses, such as the unfolded protein response. Interactome studies show that Gly1170Ser procollagen-II interacts to a greater extent with certain ER chaperones and modifying enzymes than wild-type, consistent with its slow folding. These findings provide mechanistic elucidation into the etiology of this disease. Moreover, the cartilage model developed here provides a valuable platform to rapidly screen and develop therapeutic strategies that can restore procollagen folding and secretion in this collagenopathy and others.

Objectives: Articular cartilage undergoes cyclical heavy loading and low load recovery during the 24-hour day/night cycle. We investigated the daily changes of protein abundance in mouse femoral head articular cartilage by performing 24-hour time-series proteomics study. Methods: Tandem mass spectrometry analysis was used to quantify proteins extracted from mouse cartilage. Bioinformatics analysis was performed to quantify rhythmic changes in protein abundance. Primary chondrocytes were isolated and cultured for independent validation of selected rhythmic proteins. Results: 145 rhythmic proteins were detected. Among these were key cartilage molecules including CCN2, MATN1, PAI-1 and PLOD1 & 2. Pathway analysis revealed that proteins related to protein synthesis, cytoskeleton and glucose metabolism exhibited time-of-day dependent peaks in their abundance. Meta-analysis of published proteomics datasets from articular cartilage revealed that numerous rhythmic proteins were dysregulated in osteoarthritis and/or ageing. Conclusions: Our circadian proteomics study revealed that articular cartilage is a much more dynamic tissue than previously thought. Chondrocytes exhibit circadian rhythms not only in gene expression but also in protein abundance. Our results clearly call for the consideration of circadian timing in understanding cartilage biology, osteoarthritis pathogenesis, treatment strategies and biomarker detection.

To explore the role of microRNAs in osteoarthritis (OA), we conducted microRNA expression profiling on micro-dissected tibial cartilage and subchondral bone in a mouse model of OA produced by medial meniscus destabilization (DMM). DMM mice had characteristic cartilage degeneration, subchondral bone sclerosis and osteophyte formation. While subchondral bone showed no microRNA dysregulation, 139 microRNAs were differentially expressed in DMM cartilage at 1 and/or 6 weeks after OA initiation. To prioritize OA-candidates, dysregulated microRNAs with human orthologues were filtered using paired microRNA:mRNA expression analysis to identify those with corresponding changes in mRNA target transcripts in the DMM cartilage. An important cohort overlapped with microRNAs identified in human end-stage OA. Comparisons with microRNAs dysregulation in DMM mouse cartilage where aggrecan cleavage was genetically-ablated demonstrated that all were independent of aggrecan breakdown, earmarking these as important to the critical stages of OA initiation. Our comprehensive analyses identified high-priority microRNA candidates that have potential as human OA-biomarkers and therapeutic targets.

Abstract The inherited brittle bone disease osteogenesis imperfecta (OI) is commonly caused by COL1A1 and COL1A2 mutations that disrupt the collagen I triple helix. This causes intracellular endoplasmic reticulum (ER) retention of the misfolded collagen and can result in a pathological ER stress response. A therapeutic approach to reduce this toxic mutant load could be to stimulate mutant collagen degradation by manipulating autophagy and/or ER-associated degradation. Since carbamazepine (CBZ) both stimulates autophagy of misfolded collagen X and improves skeletal pathology in a metaphyseal chondrodysplasia model, we tested the effect of CBZ on bone structure and strength in 3 week-old male OI Col1a2 +/p . G610C and control mice. Treatment for 3 or 6 weeks with CBZ, at the dose effective in metaphyseal chondrodysplasia, provided no therapeutic benefit to Col1a2 +/p . G610C mouse bone structure, strength, or composition, measured by micro-computed tomography, three point bending tests and Fourier-transform infrared microspectroscopy. In control mice however, CBZ treatment for 6 weeks impaired femur growth and led to lower femoral cortical and trabecular bone mass. These data, showing the negative impact of CBZ treatment on the developing mouse bones, raise important issues which must be considered in any human clinical applications of CBZ in growing individuals.