Abstract Trauma, vascular events, or neurodegenerative processes can lead to axonal injury and eventual transection (axotomy). Neurons can survive axotomy, yet the underlying mechanisms are not fully understood. Excessive water entry into injured neurons poses a particular risk due to swelling and subsequent death. Using in vitro and in vivo neurotrauma model systems based on laser transection, we demonstrated that axotomy triggers actomyosin contraction coupled with calpain activity. As a consequence, neurons shrink acutely to force water out through aquaporin channels preventing swelling and bursting. Inhibiting shrinkage increased the probability of neuronal cell death by about three-fold. These studies reveal a previously unrecognized cytoprotective response mechanism to neurotrauma and offer a fresh perspective on pathophysiological processes in the nervous system. One-Sentence Summary When the axon of a neuron is cut, its soma shrinks to pump out water to avoid deadly swelling.

In this study, we introduce a new separation of phases-based activity reporter of kinase (SPARK) for AMP-activated kinase (AMPK), named AMPK-SPARK, which reports the AMPK activation by forming bright fluorescent clusters. Furthermore, we introduce a dual reporter system, named GCaMP-AMPK-SPARK, by incorporating a single-fluorescent protein (FP)-based Ca2+ biosensor, GCaMP6f, into our initial design, enabling simultaneous monitoring of Ca2+ levels and AMPK activity. This system offers the essential quality of information by single-channel fluorescence microscopy without the need for coexpression of different biosensors and elaborate filter layouts to overcome spectral limitations. We used AMPK-SPARK to map endogenous AMPK activity in different cell types and visualized the dynamics of AMPK activation in response to various stimuli. Using GCaMP-AMPK-SPARK, we revealed cell-to-cell heterogeneities in AMPK activation by Ca2+ mobilization. We anticipate that this dual reporter strategy can be employed to study the intricate interplays between different signaling networks and kinase activities.

Abstract Huntington’s disease is a neurodegenerative disease caused by expansion of CAG repeats in exon-1 of Huntingtin (HTT) gene leading to production of mutant Huntingtin (mHtt) protein. Htt protein is known to play crucial roles in regulation of cytoskeletal dynamics and vesicular transport in physiological conditions. By combining in vitro time-lapse imaging and correlative light and electron microscopy (CLEM), we investigated the subcellular dynamics of mHtt during the process aggregate formation. Here we show that distribution of F-actin is affected by mHtt aggregation. F-actin tends to relocate from the peripheral to perinuclear area in cells with mHtt aggregates, possibly caused by sequestration of F-actin from cell membrane to aggregation zones. In accordance with this, mHtt in hippocampal neurons were aggregated into axonal varicosities together with F-actin as they have higher F-actin expression in their neurites compared to their soma. Additionally, correlative light and electron microscopy (CLEM) revealed increased mitochondrial accumulation at the periphery of mHtt aggregates which is surrounded by a F-actin mesh. Mitochondria targeted HyPerRed, a genetically encoded hydrogen peroxide sensor, revealed that oxidative stress in mHtt expressing cells increased. Thus, our findings give new insights about the pathology caused by mHtt through interplay of aggregates with F-actin cytoskeleton and mitochondrial oxidative stress.