COL4A3, COL4A4, and COL4A5 are the only collagen genes that have been implicated in inherited nephropathies in humans. However, the causative genes for a number of hereditary multicystic kidney diseases, myopathies with cramps, and heritable intracranial aneurysms remain unknown.

Basement membranes (BMs) provide structural support to tissues and influence cell signaling. Mutations in COL4A1/COL4A2, a major BM component, cause eye, kidney and cerebrovascular disease, including stroke. Common variants in these genes are risk factors for intracerebral hemorrhage in the general population. However, the contribution of the matrix to the disease mechanism(s) and its effects on the biology of cells harboring a collagen IV mutation remain poorly understood. To shed light on this, we engineered controlled microenvironments using polymer biointerfaces coated with ECM proteins laminin or fibronectin (FN), to investigate the cellular phenotype of primary fibroblasts harboring a COL4A2+/G702D mutation. FN nanonetworks assembled on poly(ethyl acrylate) (PEA) induced increased deposition and assembly of collagen IV in COL4A2+/G702D cells, which was associated with reduced ER size and enhanced levels of protein chaperones such as BIP, suggesting increased protein folding capacity of cells. FN nanonetworks on PEA also partially rescued the reduced stiffness of the deposited matrix and cells, and enhanced cell adhesion through β1-mediated signaling and actin-myosin contractility, effectively rescuing some of the cellular phenotypes associated with COL4A1/4A2 mutations. Collectively, these results suggest that biomaterials are able to shape the matrix and cellular phenotype of the COL4A2+/G702D mutation in patient-derived cells.

Abstract The blood–brain barrier (BBB) tightly regulates substance transport between the bloodstream and the brain. Models for the study of the physiological processes affecting the BBB, as well as predicting the permeability of therapeutic substances for neurological and neurovascular pathologies, are highly desirable. Existing models, such as Transwell utilizing‐models, do not mimic the extracellular environment of the BBB with their stiff, semipermeable, non‐biodegradable membranes. To help overcome this, we engineered electrospun membranes from poly L‐lactic acid in combination with a nanometric coating of poly(ethyl acrylate) (PEA) that drives fibrillogenesis of fibronectin, facilitating the synergistic presentation of both growth factors and integrin binding sites. Compared to commercial semi‐porous membranes, these membranes significantly improve the expression of BBB‐related proteins in brain endothelial cells. PEA‐coated membranes in combination with different growth factors and extracellular protein coatings reveal nerve growth factor (NGF) and fibroblast growth factor (FGF‐2) caused formation of better barriers in vitro. This BBB model offers a robust platform for studying key biochemical factors influencing barrier formation that marries the simplicity of the Transwell model with the highly tunable electrospun PEA‐fibronectin membranes. This enables the generation of high‐throughput drug permeability models without the need of complicated co‐culture conditions.

Purpose: Vascular Ehlers Danlos Syndrome (vEDS) is a connective tissue disorder caused by COL3A1 mutations for which there are no treatments due to a limited understanding of underlying mechanisms. We aimed to address this critical knowledge gap, focusing on collagen folding, to establish if targeting protein folding represents a potential therapeutic approach. Methods: We performed a mechanistic analysis of two novel COL3A1 glycine mutations, G189S and G906R, using primary patient fibroblast cultures, and performed pre-clinical proof-of-concept treatments using FDA-approved chemical chaperones targeting protein folding and/or degradation. Results: COL3A1 mutations caused secretion of misfolded collagen III and intracellular collagen retention, leading to matrix defects and endoplasmic reticulum (ER) stress, with increased severity for the more C-terminal mutation. Promoting ER protein folding capacity through the chemical chaperone 4-phenylbutyric acid rescued the ER stress, thermostability of secreted collagen, matrix defects and apoptosis. Optimising treatment duration and dosage helped overcome allele-dependent treatment efficacy. In contrast, protein degradation alone or combined with targeting protein folding did not increase efficacy. Conclusion: ER stress is a molecular mechanism in vEDS that can be influenced by the position of COL3A1 mutation, and promoting protein folding is a putative mechanism-based therapeutic approach that can rescue intra- and extracellular defects.

Abstract/Summary Cerebral small vessel disease (SVD) affects the small vessels in the brain and is a leading cause of stroke and dementia. Emerging evidence supports a role of the extracellular matrix (ECM), at the interface between blood and brain, in the progression of SVD pathology but this remains poorly characterized. To address ECM role in SVD, we developed a co-culture model of mural and endothelial cells using human induced pluripotent stem cells from patients with COL4A1/A2 SVD-related mutations. This model revealed that these mutations induce apoptosis, migration defects, ECM remodelling and transcriptome changes in mural cells. Importantly, these mural cell defects exert a detrimental effect on endothelial cells tight junctions through paracrine actions. COL4A1/A2 models also express high levels of matrix metalloproteinases (MMP) and inhibiting MMP activity partially rescues the ECM abnormalities and mural cell phenotypic changes. These data provide a basis for targeting MMP as a therapeutic opportunity in SVD. Highlights A novel human iPSC-derived model of genetic SVD due to collagen IV ( COL4A1/A2 ) mutations is described Mural cells expressing COL4A1/A2 mutations have prominent ECM abnormalities as seen in patients and mouse models and contribute to endothelial cells defects ECM and endothelial cells abnormalities can be rescued by MMP inhibition in the COL4A1/A2 model