Abstract The loss of pancreatic β-cell identity emerges as an important feature of type 2 diabetes development, but the molecular mechanisms are still elusive. Here, we explore the cell-autonomous role of the cell cycle regulator and transcription factor E2F1 in the maintenance of β-cell identity and insulin secretion. We show that the β-cell-specific loss of E2f1 function in mice triggers glucose intolerance associated with defective insulin secretion, an altered α-to-β-cell ratio, a downregulation of many β-cell genes and a concomitant increase of non-β-cell markers. Mechanistically, the epigenomic profiling of non-beta cell upregulated gene promoters identified an enrichment of bivalent H3K4me3/H3K27me3 or H3K27me3 marks. Conversely, downregulated genes were enriched in active chromatin H3K4me3 and H3K27ac histone marks. We find that histone deacetylase inhibitors modulate E2F1 transcriptional and epigenomic signatures associated with these β-cell dysfunctions. Finally, the pharmacological inhibition of E2F transcriptional activity in human islets also impairs insulin secretion and the expression of β-cell identity genes. Our data suggest that E2F1 is critical for maintaining β-cell identity through a sustained repression of non β-cell transcriptional programs.

In systemic sclerosis (SSc), B-cells are activated and present in the skin and lung of patients where they can interact with fibroblasts. The precise impact and mechanisms of the interaction of B-cells and fibroblasts at the tissular level are poorly studied.

We postulated that T2D predisposes to exocrine pancreatic diseases through (epi)genetic mechanisms. We explored the methylome (methylationEPIC arrays) of the exocrine pancreas of 141 donors, assessing the impact of T2D. Epigenome-wide association study (EWAS) for T2D identified a hypermethylation in an enhancer of the Pancreatic-Lipase-Related-Protein 1 (PNLIPRP1) gene, associated with decreased PNLIPRP1 expression. PNLIPRP1 null variants (in 191K participants of the UKbiobank) associated with elevated glycemia and LDL-cholesterol. Mendelian Randomisation using 2.5M SNP OmniArrays in 111 donors evidenced that T2D was causal of PNLIPRP1 hypermethylation, which was causal for LDL-cholesterol. Further AR42J rat exocrine cell studies demonstrated that Pnliprp1 knockdown induced acinar-to-ductal metaplasia, a known pre-pancreatic cancer state, and increased cholesterol levels, reversible with statin. This (epi)genetic study suggests a role for PNLIPRP1 in human metabolism and on exocrine pancreas function with potential implications for pancreatic diseases.

Abstract Objective The pancreatic islets of Langerhans contain distinct cell subtypes including insulin-producing β cells. Although their cell-specific gene expression pattern defines their identity, the underlying molecular network driving this transcriptional specificity is not fully understood. Among the numerous transcriptional regulators, histone deacetylases (HDAC) enzymes are potent chromatin modifiers which directly regulate gene expression through deacetylation of lysine residues within specific histone proteins. The precise molecular mechanisms underlying HDAC effects on cellular plasticity and β-cell identity are currently unknown. Methods The pharmacological inhibition of HDAC activity by trichostatin A (TSA) was studied in the mouse Min6 and human EndocBH1 cell lines, as well as primary mouse sorted β cells and human pancreatic islets. The molecular and functional effects of treating these complementary β-cell models with TSA was explored at the epigenomic and transcriptomic level through next-generation sequencing of chromatin immunoprecipitation (ChIP) assays (ChIP-seq) and RNA sequencing (RNA-seq) experiments, respectively. Results We showed that TSA alters insulin secretion associated with β-cell specific transcriptome programming in both mouse and human β-cell lines, as well as on human pancreatic islets. We also demonstrated that this alternative β-cell transcriptional program in response to HDAC inhibition is related to an epigenome-wide remodeling at both promoters and enhancers. Conclusions Taken together, our data indicate that full HDAC activity is required to safeguard the epigenome, to protect against loss of β-cell identity with unsuitable expression of genes associated with alternative cell fates.

Liver homeostasis is ensured in part by time-of-day-dependent processes, many of them being paced by the molecular circadian clock. Liver functions are compromised in non-alcoholic fatty liver (NAFL) and non-alcoholic steatohepatitis (NASH), and clock disruption increases susceptibility to non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD) progression in rodent models. We therefore investigated whether time-of-day-dependent transcriptome and metabolome are significantly altered in human NAFL and NASH livers. Liver biopsies, collected within an 8 hour-window from a carefully phenotyped cohort of 290 patients and histologically diagnosed to be either normal, NAFL or NASH hepatic tissues, were analyzed by RNA sequencing and unbiased metabolomic approaches. Time-of-day-dependent gene expression patterns and metabolomes were identified and compared between histologically normal, NAFL and NASH livers. We provide here a first-of-its-kind report of a daytime-resolved human liver transcriptome-metabolome and associated alterations in NAFLD. Transcriptomic analysis showed a robustness of core molecular clock components in NAFL and NASH livers. It also revealed stage-specific, time-of-day-dependent alterations of hundreds of transcripts involved in cell-to-cell communication, intra-cellular signaling and metabolism. Similarly, rhythmic amino acid and lipid metabolomes were affected in pathological livers. Both TNFa and PPARγ signaling are predicted as important contributors to altered rhythmicity. NAFLD progression to NASH perturbs time-of-day-dependent processes in human livers, while core molecular clock component differential expression is maintained.

Summary Excessive fetal growth is associated with DNA methylation alterations in human hematopoietic stem and progenitor cells (HSPC), but their functional impact remains elusive. We implemented an integrative analysis combining single-cell epigenomics, single-cell transcriptomics, and in vitro analyses to functionally link DNA methylation changes to putative alterations of HSPC functions. We showed in hematopoietic stem cells (HSC) from large for gestational age neonates that both DNA hypermethylation and chromatin rearrangement target a specific network of transcription factors known to sustain stem cell quiescence. In parallel, we found a decrease expression of key genes regulating HSC differentiation including EGR1, KLF2, SOCS3 , and JUNB . Our functional analyses showed that this epigenetic programming was associated with a decreased ability for HSCs to stay quiescent. Taken together, our multimodal approach using single-cell (epi)genomics showed that human fetal overgrowth affects hematopoietic stem cells quiescence maintenance via epigenetic programming.