Many cellular processes involve the lateral organization of integral and peripheral membrane proteins into nanoscale domains. Despite the biological significance the mechanisms that facilitate membrane protein clustering into nanoscale lipid domains remain enigmatic. In cells the analysis of membrane protein phase affinity is complicated by the size and temporal nature of ordered and disordered lipid domains. To overcome these limitations we developed a method for delivering membrane proteins from transfected cells into phase-separated model membranes that combines optical trapping with thermoplasmonic-mediated membrane fusion and confocal imaging. Using this approach we observed clear phase partitioning following the transfer of GFP-tagged influenza hemagglutinin and neuraminidase from transfected cell membranes to giant unilamellar vesicles. The generic platform presented here allows investigation of the phase affinity of any plasma membrane protein which can be labeled or tagged with a fluorescent marker.

Abstract Annexins (ANXs) are a family of peripheral membrane binding proteins which play a vital role in the maintenance and function of cellular membranes. These proteins are known to be part of the plasma membrane repair machinery where they are known to bind to negatively charged lipids in the cell membrane in a calcium dependent manner. The shape of the plasma membrane is known to be a regulator of protein density and thereby affects several biological functions of the cell such as exo-and endocytosis, cell motility, immune responses and also membrane repair. Membrane deformation and curvature sensing by proteins is a well described phenomenon which can assist in recruitment of specific proteins to certain regions in the cell and facilitate membrane bending. Following ruptures in the plasma membrane, calcium influx assist in the association of ANXs with the membrane around the ruptured area. Due to the expected increase in curvature at the damaged membrane site, it has been suggested that both membrane curvature and Ca 2+ participate in the recruitment of ANXs. We have investigated the curvature sensing of ANXA4 in giant unilamellar vesicles (GUVs) by pulling high curvature membrane tethers from the vesicle surface using optical tweezers showing that ANXA4 recruitment increases with higher membrane curvature. We also describe an assay for determining protein density on the plasma membrane by utilizing ANXA4’s property as a calcium dependent membrane binding protein. This new assay allows us to investigate the effect of protein density on curvature sensing.

Abstract Biological systems are regulated by molecular interactions which are tuned by the concentrations of each of the molecules involved. Cells exploit this feature by regulating protein expression, to adapt their responses to overstimulation. Correlating events in single cells to the concentrations of proteins involved can therefore provide important mechanistic insight into cell behavior. Unfortunately, quantification of molecular densities by fluorescence imaging becomes non-trivial due to the diffraction limited resolution of the imaged volume. We show here an alternative approach to overcome this limitation in optical quantification of protein concentrations which is based on calibrating protein volume and surface densities in a model membrane system. We exploit the ability of fluorescently labeled annexin V to bind membranes in presence of calcium. By encapsulating known concentrations of annexin V, we can directly infer the membrane density of annexin V after addition of Ca2+ and correlate the density with the measured fluorescence signal. Our method, named Calmet, enables quantitative determination of the concentration of cytosolic and membrane associated proteins. The applicability of Calmet is demonstrated by quantification of a transmembrane protein receptor (beta 1 adrenergic receptor) labeled by SNAP tagged fluorophores and expressed in HEK293 cells. Calmet is a generic method suitable for the determination of a broad range of concentrations and densities and can be used on regular fluorescence images captured by confocal laser scanning microscopy.

The plasma membrane of eukaryotic cells consists of a crowded environment comprised of a high diversity of proteins in a complex lipid matrix. The lateral organization of membrane proteins in the plasma membrane (PM) is closely correlated with biological functions such as endocytosis, membrane budding and other processes which involve protein mediated shaping of the membrane into highly curved structures. Annexin A4 (ANXA4) is a prominent player in a number of biological functions including plasma membrane repair. Its binding to membranes is activated by Ca2+ influx and it is therefore rapidly recruited to the cell surface near rupture sites where Ca2+ influx takes place. However, the free edges near rupture sites can easily bend into complex curvatures and hence may accelerate recruitment of curvature sensing proteins to facilitate rapid membrane repair. To analyze the curvature sensing behavior of curvature inducing proteins in crowded membranes, we quantifify the affinity of ANXA4 monomers and trimers for high membrane curvatures by extracting membrane nanotubes from giant plasma membrane vesicles (GPMVs). ANXA4 is found to be a sensor of negative membrane curvatures. Multiscale simulations furthermore predicted that ANXA4 trimers generate membrane curvature upon binding and have an affinity for highly curved membrane regions only within a well defined membrane curvature window. Our results indicate that curvature sensing and mobility of ANXA4 depend on the trimer structure of ANXA4 which could provide new biophysical insight into the role of ANXA4 in membrane repair and other biological processes.

Abstract Maintaining the integrity of the cell plasma membrane (PM) is critical for the survival of cells. While an efficient PM repair machinery can aid survival of healthy cells by preventing influx of extracellular calcium, it can also constitute an obstacle in drug delivery and photothermal therapy. We show how nanoscopic holes can be applied to the cell surface thus allowing identification of molecular components with a pivotal role in PM repair. Cells are punctured by locally heating gold nanostructures at the cell surface which causes nano-ruptures in cellular PMs. Recruitment of annexin V near the hole is found to locally reshape the ruptured plasma membrane. Experiments using model membranes, containing recombinant annexin V, provide further biophysical insight into the ability of annexin V to reshape edges surrounding a membrane hole. The thermoplasmonic method provides a general strategy to monitor the response to nanoscopic injuries to the cell surface.