Abstract The budding yeast, S accharomyces cerevisiae , is a leading system in genetics, genomics and molecular biology and is becoming a powerful tool to illuminate ecological and evolutionary principles. However, little is known of the ecology and population structure of this species in nature. Here, we present a field survey of this yeast at an unprecedented scale and have performed population genetics analysis of Chinese wild isolates with different ecological and geographical origins. We also included a set of worldwide isolates that represent the maximum genetic variation of S . cerevisiae documented so far. We clearly show that S . cerevisiae is a ubiquitous species in nature, occurring in highly diversified substrates from human‐associated environments as well as habitats remote from human activity. C hinese isolates of S . cerevisiae exhibited strong population structure with nearly double the combined genetic variation of isolates from the rest of the world. We identified eight new distinct wild lineages ( CHN I – VIII ) from a set of 99 characterized C hinese isolates. Isolates from primeval forests occur in ancient and significantly diverged basal lineages, while those from human‐associated environments generally cluster in less differentiated domestic or mosaic groups. Basal lineages from primeval forests are usually inbred, exhibit lineage‐specific karyotypes and are partially reproductively isolated. Our results suggest that greatly diverged populations of wild S . cerevisiae exist independently of and predate domesticated isolates. We find that China harbours a reservoir of natural genetic variation of S . cerevisiae and perhaps gives an indication of the origin of the species.

Abstract The yeast Saccharomyces cerevisiae has been an essential component of human civilization because of its long global history of use in food and beverage fermentation. However, the diversity and evolutionary history of the domesticated populations of the yeast remain elusive. We show here that China/Far East Asia is likely the center of origin of the domesticated populations of the species. The domesticated populations form two major groups associated with solid- and liquid-state fermentation and appear to have originated from heterozygous ancestors, which were likely formed by outcrossing between diverse wild isolates primitively for adaptation to maltose-rich niches. We found consistent gene expansion and contraction in the whole domesticated population, as well as lineage-specific genome variations leading to adaptation to different environments. We show a nearly panoramic view of the diversity and life history of S. cerevisiae and provide new insights into the origin and evolution of the species.

Abstract Escherichia coli Nissle 1917 (EcN) is a probiotic microbe that has the potential to be developed as a promising chassis for synthetic biology applications. However, the molecular tools and techniques for utilizing EcN have not been fully explored. To address this opportunity, we systematically expanded the EcN-based toolbox, enabling EcN as a powerful platform for more applications. First, two EcN cryptic plasmids and other compatible plasmids were genetically engineered to enrich the manipulable plasmid toolbox for multiple gene coexpression. Next, we developed two EcN-based enabling technologies, including the conjugation strategy for DNA transfer, and quantification of protein expression capability. Finally, we expanded the EcN-based applications by developing EcN native integrase-mediated genetic engineering capabilities and establishing an in vitro cell-free protein synthesis (CFPS) system. Overall, this study expanded the toolbox for manipulating EcN as a commonly used probiotic chassis, providing several simplified, dependable, and predictable strategies for researchers working in synthetic biology fields. For Table of Contents Use Only

Biocatalytic cascade reactions have become increasingly important and useful for chemical synthesis. However, biocatalysts are often incompatible with organic solvents, which prohibits many cascade reactions involving nonpolar substrates. In this work, we used cell-free protein synthesis (CFPS) to express enzymes in an aqueous-organic biphasic system for the construction of an artificial enzymatic pathway. CFPS-expressed enzymes without purification performed efficiently to convert styrene (below 20 mM) to (S)-1-phenyl-1,2-ethanediol (two steps in one pot) with 100% conversion. In addition, our CFPS system showed great tolerance to different organic solvents and, importantly, the entire biocatalytic system can be consistently scaled up without reduction of the substrate conversion rate. We therefore anticipate that our cell-free approach will make possible cost-effective, high-yielding synthesis of valuable chemicals.

Abstract Serine integrases are emerging as one of the most powerful biological tools for synthetic biology. They have been widely used across genome engineering and genetic circuit design. However, developing serine integrase-based tools for directly/precisely manipulating synthetic biobricks is still missing. Here, we report SYMBIOSIS, a versatile method that can robustly manipulate DNA parts in vivo and in vitro . First, we proposed a “Keys match Locks” model to demonstrate that three orthogonal serine integrases are able to irreversibly and stably switch on seven synthetic biobricks with high accuracy in vivo . Then, we demonstrated that purified integrases can facilitate the assembly of “Donor” and “Acceptor” plasmids in vitro to construct composite plasmids. Finally, we used SYMBIOSIS to assemble different chromoprotein genes and create novel colored Escherichia coli . We anticipate that our SYMBIOSIS strategy will accelerate synthetic biobricks manipulation, genetic circuit design, and multiple plasmids assembly for synthetic biology with broad potential applications.

Abstract Erythritol, one of the natural sugar alcohols, is widely used as a sugar substitute sweetener in food industries. Human themselves are not able to catabolize erythritol and their gut microbes lack related catabolic pathways either to metabolize erythritol. Here, we engineer Escherichia coli to utilize erythritol as sole carbon source aiming for defined applications. First, we isolate the erythritol metabolic gene cluster and experimentally characterize the erythritol-binding transcriptional repressor and its DNA-binding site. Transcriptome analysis suggests that carbohydrate metabolism-related genes in the engineered E. coli are overall upregulated, which then guides the selection of four genes for overexpression that notably enhances cell growth. Finally, engineered E. coli strains can be used as a living detector to distinguish erythritol-containing soda soft drinks and can grow in the simulated intestinal fluid supplemented with erythritol. We expect our work will inspire the engineering of more hosts to respond and utilize erythritol for broad applications in metabolic engineering, synthetic biology, and biomedical engineering.