Abstract The functioning of tissues is fundamentally dependent upon not only the phenotypes of the constituent cells but also their spatial organization in the tissue. However, acquisition of comprehensive transcriptomes of spatially- and phenotypically-defined cells in situ remains challenging. Here we present a general and robust method based on immunofluorescence-guided laser capture microdissection (immuno-LCM-RNAseq) to acquire finely resolved spatial transcriptomes including isoforms with as few as tens of cells from snap-frozen or RNAlater-treated clinical tissues, circumventing the problem of significant RNA degradation during this time-consuming process. The efficacy of this approach is exemplified by the characterization of differences at the transcript isoform level between the mouse small intestine lacteal cells at the tip versus the main capillary body. With the extensive repertoire of specific antibodies that are presently available, our method provides a powerful means by which spatially resolved cellular states can now be delineated in situ with preserved tissues. Moreover, such high quality spatial transcriptomes defined by immunomarkers can be used to compare with the phenotypes derived from single-cell RNAseq of dissociated cells as well as applied to bead-based spatial transcriptomic approaches that require such information a priori for cell identification.

Abstract Single-cell chromatin studies provide insights into how chromatin structure relates to functions of individual cells. However, balancing high-resolution and genome wide-coverage remains challenging. We describe a computational method for the reconstruction of large 3D-ensembles of single-cell (sc) chromatin conformations from population Hi-C that we apply to study embryogenesis in Drosophila . With minimal assumptions of physical properties and without adjustable parameters, our method generates large ensembles of chromatin conformations via deep-sampling. Our method identifies specific interactions, which constitute 5–6% of Hi-C frequencies, but surprisingly are sufficient to drive chromatin folding, giving rise to the observed Hi-C patterns. Modeled sc-chromatins quantify chromatin heterogeneity, revealing significant changes during embryogenesis. Furthermore, > 50% of modeled sc-chromatin maintain topologically associating domains (TADs) in early embryos, when no population TADs are perceptible. Domain boundaries become fixated during development, with strong preference at binding-sites of insulator-complexes upon the mid-blastula transition. Overall, high-resolution 3D-ensembles of sc-chromatin conformations enable further in-depth interpretation of population Hi-C, improving understanding of the structure-function relationship of genome organization.

As a ubiquitous bacterial secondary messenger, c-di-GMP plays key regulatory roles in processes such as bacterial motility and transcription regulation. CobB is the Sir2 family protein deacetylase that controls energy metabolism, chemotaxis and DNA supercoiling in many bacteria. Using an E.coli proteome microarray, we found that c-di-GMP strongly binds to CobB. Protein deacetylation assays showed that c-di-GMP inhibits CobB activity and thereby modulates the biogenesis of acetyl-CoA. Through mutagenesis studies, residues R8, R17 and E21 of CobB were shown to be required for c-di-GMP binding. Next, we found that CobB is an effective deacetylase of YdeH, a major diguanylate cyclase (DGC) of E.coli that is endogenously acetylated. Mass spectrometry analysis identified YdeH K4 as the major site of acetylation, and it could be deacetylated by CobB. Interestingly, deacetylation of YdeH enhances its stability and cyclase activity in c-di-GMP production. Thus, our work establishes a novel negative feedback loop linking c-di-GMP biogenesis and CobB-mediated protein deacetylation.

Perfringolysin O is a well-studied bacterial cytolysin that forms large oligomeric pores with a wide range of sizes on membranes via a prepore intermediate. Here we examined the sizes of both PFO prepore and pore complexes electrophoretically using a multi-stack-gradient gel and found that, unexpectedly, there are only at most seven predominant sizes of either pores or prepores. Complexes extracted from each band exhibit contour lengths that are integral multiples of six subunits. High-resolution atomic force microscopy images of PFO pore complexes in supported bilayers also reveal a predominant hexameric-based stoichiometry. Thus, these results reveal a previously unknown structural hierarchy in PFO complexes, with larger complexes apparently built up from hexameric sub-complexes. We suggest that different inter-subunit interactions within and between the hexamers result in a likewise difference in the coordination of the prepore-to-pore transition within and between the hexamers, and is thus a critical feature of the allostery of this large multi-subunit complex.

Abstract Protein-biomolecule interactions play pivotal roles in almost all biological processes, the identification of the interacting protein is essential. By combining a substrate-based proximity labelling activity from the pupylation pathway of Mycobacterium tuberculosis , and the streptavidin (SA)-biotin system, we developed S pecific P upylation as IDE ntity R eporter (SPIDER) for identifying protein-biomolecular interactions. As a proof of principle, SPIDER was successfully applied for global identification of interacting proteins, including substrates for enzyme (CobB), the readers of m 6 A, the protein interactome of mRNA, and the target proteins of drug (lenalidomide). In addition, by SPIDER, we identified SARS-CoV-2 Omicron variant specific receptors on cell membrane and performed in-depth analysis for one candidate, Protein-g. These potential receptors could explain the differences between the Omicron variant and the Prototype strain, and further serve as target for combating the Omicron variant. Overall, we provide a robust technology which is applicable for a wide-range of protein-biomolecular interaction studies.

Abstract The stoichiometry of molecular components within supramolecular biological complexes is often an important property to understand their biological functioning, particularly within their native environment. While there are well established methods to determine stoichiometry in vitro , it is presently challenging to precisely quantify this property in vivo , especially with single molecule resolution that is needed for the characterization stoichiometry heterogeneity. Previous work has shown that optical microscopy can provide some information to this end, but it can be challenging to obtain highly precise measurements at higher densities of fluorophores. Here we provide a simple approach using already established procedures in single-molecule localization microscopy (SMLM) to enable precise quantification of stoichiometry within individual complexes regardless of the density of fluorophores. We show that by focusing on the number of fluorophore detections accumulated during the quasi equilibrium-state of this process, this method yields a 50-fold improvement in precision over values obtained from images with higher densities of active fluorophores. Further, we show that our method yields more correct estimates of stoichiometry with nuclear pore complexes and is easily adaptable to quantify the DNA content with nanodomains of chromatin within individual chromosomes inside cells. Thus, we envision that this straightforward method may become a common approach by which SMLM can be routinely employed for the accurate quantification of subunit stoichiometry within individual complexes within cells.

Topologically associating domains (TADs) are fundamental elements of the 3D structure of the eukaryotic genome. However, while the structural importance of the insulator protein CTCF together with cohesin at TAD borders in mammalian cells is well established, the absence of such co-localization at most TAD borders in recent Hi-C studies of D. melanogaster is enigmatic, raising the possibility that these TAD border elements are not generally conserved among metazoans. Using in situ Hi-C with sub-kb resolution, we show that the genome of D. melanogaster is almost completely partitioned into more than 4,000 TADs (median size, 13 kb), nearly 7-fold more than previously identified. The overwhelming majority of these TADs are demarcated by pairs of Drosophila specific insulator proteins, BEAF-32/CP190 or BEAF-32/Chromator, indicating that these proteins may play an analogous role in Drosophila as that of the CTCF/cohesin pair in mammals. Moreover, we find that previously identified TADs enriched for inactive chromatin are predominantly assembled from the higher-level interactions between smaller TADs. In contrast, the contiguous small TADs in regions previously thought to be unstructured "inter-TADs" are organized in an open configuration with far fewer TAD-TAD interactions. Such structures can also be identified in some "inter-TAD" regions of the mammalian genome, suggesting that larger assemblages of small self-associating TADs separated by a "burst" of contiguous small, weakly associating TADs may be a conserved, basic characteristic of the higher order folding of the metazoan genome.

Protein, as the major executer for cell progresses and functions, its abundance and the level of post-translational modifications, are tightly monitored by regulators. Genetic perturbation could help us to understand the relationships between genes and protein functions. Herein, we developed a cell lysate microarray on kilo-conditions (CLICK) from 4,837 yeast knockout (YKO) strains and 322 temperature-sensitive mutant strains to explore the impact of the genome-wide interruption on certain protein. Taking histone marks as examples, a general workflow was established for the global identification of upstream regulators. Through a single CLICK array test, we obtained a series of regulators for H3K4me3 which covers most of the known regulators in Saccharomyces cerevisiae. We also noted that several group of proteins that are linked to negatively regulation of H3K4me3. Further, we discovered that Cab4p and Cab5p, two key enzymes of CoA biosynthesis, play central roles in histone acylation. Because of its general applicability, CLICK array could be easily adopted to rapid and global identification of upstream protein/enzyme(s) that regulate/modify the level of a protein or the posttranslational modification of a non-histone protein.