Abstract Clinical sepsis is a highly dynamic state that progresses at variable rates and has life-threatening consequences. Staging patients along the sepsis timeline requires a thorough knowledge of the evolution of cellular and molecular events at the tissue level. Here, we investigated the kidney, an organ central to the pathophysiology of sepsis. Single cell RNA sequencing revealed the involvement of various cell populations in injury and repair to be temporally organized and highly orchestrated. We identified key changes in gene expression that altered cellular functions and can explain features of clinical sepsis. These changes converged towards a remarkable global cell-cell communication failure and organ shutdown at a well-defined point in the sepsis timeline. Importantly, this time point was also a transition towards the emergence of recovery pathways. This rigorous spatial and temporal definition of murine sepsis will uncover precise biomarkers and targets that can help stage and treat human sepsis.

Abstract The eIF2 initiation complex is central to maintaining a functional translation machinery. Extreme stress such as life-threatening sepsis exposes vulnerabilities in this tightly regulated system, resulting in an imbalance between the opposing actions of kinases and phosphatases on the main regulatory subunit eIF2α. Here, we report that translation shutdown is a hallmark of established sepsis-induced kidney injury brought about by excessive eIF2α phosphorylation and sustained by blunted expression of the counterregulatory phosphatase subunit Ppp1r15a. We determined that the blunted Ppp1r15a expression persists because of the presence of an upstream open reading frame (uORF). Overcoming this barrier with genetic approaches enabled the derepression of Ppp1r15a, salvaged translation and improved kidney function in an endotoxemia model. We also found that the loss of this uORF has broad effects on the composition and phosphorylation status of the immunopeptidome that extended beyond the eIF2α axis. Collectively, our findings define the breath and potency of the highly conserved Ppp1r15a uORF and provide a paradigm for the design of uORF-based translation rheostat strategies. The ability to accurately control the dynamics of translation during sepsis will open new paths for the development of therapies at codon level precision.

The progression of kidney disease varies among individuals, but a general methodology to quantify disease timelines is lacking. Particularly challenging is the task of determining the potential for recovery from acute kidney injury following various insults. Here, we report that quantitation of post-transcriptional adenosine-to-inosine (A-to-I) RNA editing offers a distinct genome-wide signature, enabling the delineation of disease trajectories in the kidney. A well-defined murine model of endotoxemia permitted the identification of the origin and extent of A-to-I editing, along with temporally discrete signatures of double-stranded RNA stress and Adenosine Deaminase isoform switching. We found that A-to-I editing of Antizyme Inhibitor 1 (AZIN1), a positive regulator of polyamine biosynthesis, serves as a particularly useful temporal landmark during endotoxemia. Our data indicate that AZIN1 A-to-I editing, triggered by preceding inflammation, primes the kidney and activates endogenous recovery mechanisms. By comparing genetically modified human cell lines and mice locked in either A-to-I edited or uneditable states, we uncovered that AZIN1 A-to-I editing not only enhances polyamine biosynthesis but also engages glycolysis and nicotinamide biosynthesis to drive the recovery phenotype. Our findings implicate that quantifying AZIN1 A-to-I editing could potentially identify individuals who have transitioned to an endogenous recovery phase. This phase would reflect their past inflammation and indicate their potential for future recovery.

The progression of kidney disease varies among individuals, but a general methodology to quantify disease timelines is lacking. Particularly challenging is the task of determining the potential for recovery from acute kidney injury following various insults. Here, we report that quantitation of post-transcriptional adenosine-to-inosine (A-to-I) RNA editing offers a distinct genome-wide signature, enabling the delineation of disease trajectories in the kidney. A well-defined murine model of endotoxemia permitted the identification of the origin and extent of A-to-I editing, along with temporally discrete signatures of double-stranded RNA stress and Adenosine Deaminase isoform switching. We found that A-to-I editing of Antizyme Inhibitor 1 (AZIN1), a positive regulator of polyamine biosynthesis, serves as a particularly useful temporal landmark during endotoxemia. Our data indicate that AZIN1 A-to-I editing, triggered by preceding inflammation, primes the kidney and activates endogenous recovery mechanisms. By comparing genetically modified human cell lines and mice locked in either A-to-I edited or uneditable states, we uncovered that AZIN1 A-to-I editing not only enhances polyamine biosynthesis but also engages glycolysis and nicotinamide biosynthesis to drive the recovery phenotype. Our findings implicate that quantifying AZIN1 A-to-I editing could potentially identify individuals who have transitioned to an endogenous recovery phase. This phase would reflect their past inflammation and indicate their potential for future recovery.

Summary Most circulating endothelial cells are apoptotic, but rare circulating endothelial colony forming cells (C-ECFCs) with proliferative and vasculogenic activity can be cultured; the origin and naïve function of these C-ECFCs remains obscure. Herein, detailed lineage tracing reveals murine C-ECFCs emerge in the early postnatal period, display high vasculogenic potential, with enriched frequency of clonal proliferative cells compared to tissue-resident ECFCs, and are not committed to or derived from the bone marrow hematopoietic system but from tissue-resident ECFCs. In human subjects, C-ECFCs are present in the CD34 bright cord blood mononuclear subset, possess proliferative potential and in vivo vasculogenic function in a naïve or cultured state, and display a single cell transcriptome sharing some umbilical venous endothelial cell features like, higher Protein C Receptor and extracellular matrix gene expression. This study provides an advance for the field by identifying the origin, naïve function, and antigens to prospectively isolate C-ECFCs for translational studies.

Abstract FGF23 via its coreceptor αKlotho (KL) provides critical control of phosphate metabolism, which is altered in rare and very common syndromes, however the spatial-temporal mechanisms dictating renal FGF23 functions remain poorly understood. Thus, developing approaches to modify specific FGF23-dictated pathways has proven problematic. Herein, wild type mice were injected with rFGF23 for 1, 4 and 12h and renal FGF23 bioactivity was determined at single cell resolution. Computational analysis identified distinct epithelial, endothelial, stromal, and immune cell clusters, with differential expressional analysis uniquely tracking FGF23 bioactivity at each time point. FGF23 actions were sex independent but critically relied upon constitutive KL expression mapped within proximal tubule (S1-S3) and distal tubule (DCT/CNT) cell sub-populations. Temporal KL-dependent FGF23 responses drove unique and transient cellular identities, including genes in key MAPK- and vitamin D-metabolic pathways via early- (AP-1-related) and late-phase (EIF2 signaling) transcriptional regulons. Combining ATACseq/RNAseq data from a cell line stably expressing KL with the in vivo scRNAseq pinpointed genomic accessibility changes in MAPK-dependent genes, including the identification of FGF23-dependent EGR1 distal enhancers. Finally, we isolated unexpected crosstalk between FGF23-mediated MAPK signaling and pro-inflammatory TNF receptor activation via NF-κB, which blocked FGF23 bioactivity in vitro and in vivo . Collectively, our findings have uncovered novel pathways at the single cell level that likely influence FGF23-dependent disease mechanisms. Translational statement Inflammation and elevated FGF23 in chronic kidney disease (CKD) are both associated with poor patient outcomes and mortality. However, the links between these manifestations and the effects of inflammation on FGF23-mediated mineral metabolism within specific nephron segments remain unclear. Herein, we isolated an inflammatory pathway driven by TNF/NF-κB associated with regulating FGF23 bioactivity. The findings from this study could be important in designing future therapeutic approaches for chronic mineral diseases, including potential combination therapies or early intervention strategies. We also suggest that further studies could explore these pathways at the single cell level in CKD models, as well as test translation of our findings to interactions of chronic inflammation and elevated FGF23 in human CKD kidney datasets.