Abstract In vitro culture of erythroblasts (EBL) and production of mature erythrocytes for transfusions requires upscaling in fluidic-turbulent bioreactors, resulting in membrane shear stress. For the implementation of erythroid cultures in bioreactors, understanding the effects of mechanical stress on terminal EBL differentiation is required. To this end, we investigated the effect of orbital shaking-induced shear stress on differentiating CD49d + CD235 low primary human EBL towards enucleated reticulocytes at the molecular, cellular, and functional level. Orbital shaking at the onset of EBL differentiation enhanced cell maturation increasing enucleation percentage compared to static cultures, without cell viability loss. Transcriptome analysis uncovered 505 genes differentially expressed between static and dynamic cultures, with genes involved in lipid and cholesterol biosynthesis upregulated in dynamic conditions. In line with this, cells differentiated in orbital-shakers showed increased cholesterol concentration and osmotic resistance compared to static cultures. HMGCR (3-Hydroxy-3-Methylglutaryl-CoA-Reductase), rate-limiting enzyme of the cholesterol biosynthesis pathway, showed earlier and significantly higher induction during differentiation in dynamic. The severe loss of EBL in dynamic, but not in static conditions, due to HMGCR inhibition confirmed the ability of EBL to adapt to shear stress through modulating of their transcriptional program and upregulation of cholesterol biosynthesis. This work sheds light into specific mechanisms that will assist the successful upscaling of erythroid differentiation in turbulent bioreactors. In addition, as shear-stress on hematopoietic cells is also occurring within the bone marrow niche, these results introduces a potential novel signalling axis that need to be integrated into the known transduction pathways that control erythropoiesis.

Transfusion of donor-derived red blood cells is the most common form of cellular therapy. Donor availability and the potential risk of alloimmunization and other transfusion-related complications may, however, limit the availability of transfusion units especially for chronically transfused patients. In-vitro cultured, customizable red blood cells would negate these concerns and introduce precision medicine. Large-scale, cost effective production depends on optimization of culture conditions. We developed a defined medium and adapted our protocols to GMP culture requirements, which reproducibly provided pure erythroid cultures from peripheral blood mononuclear cells without prior CD34+ isolation, and a 3×107-fold increase in erythroblasts in 25 days. Expanded erythroblast cultures could be differentiated to CD71dimCD235a+CD44+CD117−DRAQ5− red blood cells in 12 days. More than 90% of the cells enucleated and expressed adult hemoglobin as well as the correct blood group antigens. Deformability and oxygen binding capacity of cultured red blood cells was comparable to in-vivo reticulocytes. Daily RNA sampling during differentiation followed by RNA-seq provided a high-resolution map/resource of changes occurring during terminal erythropoiesis. The culture process was compatible with upscaling using a G-Rex bioreactor with a capacity of 1L per reactor, allowing transition towards clinical studies and small-scale applications.

Expression of the RNA-binding protein Csde1 (Cold shock domain protein e1) is strongly upregulated during erythropoiesis compared to other hematopoietic lineages. In the severe congenital anemia Diamond Blackfan Anemia (DBA), however, Csde1 expression is impaired. Reduced expression of Csde1 in healthy erythroblasts impaired their proliferation and differentiation, which suggests an important role for Csde1 in erythropoiesis. To investigate the cellular pathways controlled by Csde1 in erythropoiesis, we identified the transcripts that physically associate with Csde1 in erythroid cells. These mainly encoded proteins involved in ribogenesis, mRNA translation and protein degradation, but also proteins associated with the mitochondrial respiratory chain and mitosis. Crispr/Cas9-mediated deletion of the first cold shock domain of Csde1 affected RNA expression and/or protein expression of Csde1-bound transcripts. For instance, protein expression of Pabpc1 was enhanced while Pabpc1 mRNA expression was reduced indicating more efficient translation of Pabpc1 followed by negative feedback on mRNA stability. Overall, the effect of reduced Csde1 function on mRNA stability and translation of Csde1-bound transcripts was modest. Clones with complete loss of Csde1, however, could not be generated. We suggest that Csde1 is involved in feed-back control in protein homeostasis and that it dampens stochastic changes in mRNA expression.

Human and mouse monocytes are divided into two subpopulations, classical (C-Mo) and non-classical (NC-Mo) monocytes. CC-chemokine receptor 2 (CCR2) and CX3C-chemokine receptor 1 (CX3CR1) are common features of monocyte subsets between humans and mice, i.e., C-Mo and NC-Mo are characterized as CCR2highCX3CR1low and CCR2lowCX3CR1high. Since many studies utilize mouse models to investigate roles of monocytes in human diseases, it is important to understand the similarities and differences between human and mouse monocytic subsets. In this study, we show that the expression of Cx3cr1 mRNA and CX3CR1 cell surface protein are different between circulating monocytic subsets in human but not in mice. We analyzed monocyte subsets in the blood using wild type C57BL/6 and Cx3cr1 -GFP knock-in ( Cx3cr1 GFP/+) reporter mice. We observed higher Cx3cr1 promoter activity indicated by GFP expression in NC-Mo compared to C-Mo. However, there were no differences between the subsets in CX3CR1 mRNA nor surface protein expression determined by anti-CX3CR1 antibody or binding of fluorophore-conjugated ligand. However in the bone marrow of Cx3cr1 GFP/+ mice, CX3CR1 expression was higher in NC-Mo compared to C-Mo, suggesting that mouse NC-Mo express higher level of CX3CR1 than C-Mo in the bone but this difference disappears in the blood. In contrast, human NC-Mo differentially expressed CX3CR1 compared to C-Mo in both blood and bone marrow. Given these findings, the discrepancy between promoter activity and protein levels should be considered when the roles of CX3CR1 are investigated in mouse models of human diseases.Summary sentence In this study, we show that the expression of Cx3cr1 mRNA is different between circulating monocytic subsets in human but not in mice.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.* CCR2 : CC-chemokine receptor 2 C-Mo : classical monocytes CX3CR1 : CX3C-chemokine receptor 1 GFP : green fluorescent protein NC-Mo : non-classical monocytes qPCR : quantitative polymerase chain reaction

Hematopoietic differentiation of human induced pluripotent stem cells (iPSCs) provide opportunities not only for fundamental research and disease modelling/drug testing but also for large-scale production of blood effector cells for future clinical application. Although there are multiple ways to differentiate human iPSCs towards hematopoietic lineages, there is a need to develop reproducible and robust protocols. Here we introduce an efficient way to produce three major blood cell types using a standardized differentiation protocol that starts with a single hematopoietic initiation step. This system is feeder-free, avoids EB-formation, starts with a hematopoietic initiation step based on a novel single cell-derived iPSC colony differentiation and produces multi-potential progenitors within 8-10 days. Followed by lineage-specific growth factor supplementation these cells can be matured into well characterized erythroid, megakaryoid and myeloid cells with high-purity, without transcription factor overexpression or any kind of pre-purification step. This standardized differentiation system provides a simple platform to produce specific blood cells in a reproducible manner for hematopoietic development studies, disease modelling, drug testing and the potential for future therapeutic applications.

ABSTRACT Each day, about 10 12 erythrocytes and platelets are released into the blood stream. This substantial output from hematopoietic stem cells is tightly regulated by transcriptional and epigenetic factors. Whether and how circular RNAs (circRNAs) contribute to the differentiation and/or identity of hematopoietic cells is to date not known. We recently reported that erythrocytes and platelets contain the highest levels and numbers of circRNAs amongst hematopoietic cells. Here, we provide the first detailed analysis of circRNA expression during erythroid and megakaryoid differentiation. CircRNA expression not only significantly increased upon enucleation, but also had limited overlap between progenitor cells and mature cells, suggesting that circRNA expression stems from regulated processes rather than resulting from mere accumulation. To study circRNA function in hematopoiesis, we first compared the expression levels of circRNAs with the translation efficiency of their mRNA-counterpart. We found that only 1 out of 2531 (0.04%) circRNAs associated with mRNA-translation regulation. Furthermore, irrespective of 1000s of identified putative open reading frames, deep ribosome-footprinting sequencing and mass spectrometry analysis provided little evidence for translation of endogenously expressed circRNAs. In conclusion, circRNAs alter their expression profile during terminal hematopoietic differentiation, yet their contribution to regulate cellular processes remains enigmatic.

The inv(16) acute myeloid leukemia associated CBFβ-MYH11 fusion is proposed to block normal myeloid differentiation, but whether this subtype of leukemia cells is poised for a unique cell lineage remains unclear. Here, we surveyed the functional consequences of CBFβ-MYH11 in primary inv(16) patient blasts, upon expression during hematopoietic differentiation in vitro and upon knockdown in cell lines by multi-omics profiling. Our results reveal that primary inv(16) AML cells share common transcriptomic signatures and epigenetic determiners with megakaryocytes and erythrocytes. Using in vitro differentiation systems, we reveal that CBFβ-MYH11 knockdown interferes with normal megakaryocyte maturation. Two pivotal regulators, GATA2 and KLF1, are identified to complementally occupy RUNX1 binding sites upon fusion protein knockdown, and overexpression of GATA2 partly restores megakaryocyte directed differentiation suppressed by CBFβ-MYH11. Together, our findings suggest that in inv(16) leukemia, the CBFβ-MYH11 fusion inhibits primed megakaryopoiesis by attenuating expression of GATA2/KLF1 and interfering with a balanced transcriptional program involving these two factors.

Hematopoietic stem cells differentiate into a broad range of specialized blood cells. This process is tightly regulated and depends on transcription factors, micro-RNAs, and long non-coding RNAs. Recently, also circular RNA (circRNA) were found to regulate cellular processes. Their expression pattern and their identity is however less well defined. Here, we provide the first comprehensive analysis of circRNA expression in human hematopoietic progenitors, and in differentiated lymphoid and myeloid cells. We here show that the expression of circRNA is cell-type specific, and increases upon maturation. circRNA splicing variants can also be cell-type specific. Furthermore, nucleated hematopoietic cells contain circRNA that have higher expression levels than the corresponding linear RNA. Enucleated blood cells, i.e. platelets and erythrocytes, were suggested to use RNA to maintain their function, respond to environmental factors or to transmit signals to other cells via microvesicles. Here we show that platelets and erythrocytes contain the highest number of circRNA of all hematopoietic cells, and that the type and numbers of circRNA changes during maturation. This cell-type specific expression pattern of circRNA in hematopoietic cells suggests a hithero unappreciated role in differentiation and cellular function.

Abstract Transfusion of donor-derived red blood cells (RBCs) is the most common form of cell therapy. Production of transfusion-ready cultured RBCs (cRBCs) is a promising replacement for the current fully donor-dependent therapy. However, very large number of cells are required for transfusion. Here we scale-up cRBC production from static cultures to 0.5 L stirred tank bioreactors, and identify the effect of operating conditions on the efficiency of the process. Oxygen requirement of proliferating erythroblasts (0.55-2.01 pg/cell/h) required sparging of air to maintain the dissolved oxygen concentration at the tested setpoint (2.88 mg O 2 /L). Erythroblasts could be cultured at dissolved oxygen concentrations as low as 0.7 O 2 mg/mL without negative impact on proliferation, viability or differentiation dynamics. Stirring speeds of up to 600 rpm supported erythroblast proliferation, while 1800 rpm led to a transient halt in growth and accelerated differentiation followed by a recovery after 5 days of culture. Erythroblasts could also be differentiated in bioreactors, with final enucleation levels and hemoglobin content similar to parallel cultures under static conditions. After defining optimal mixing and aeration strategies, erythroblast proliferation cultures were successfully scaled up to 3 L bioreactors.

Abstract Ribonucleoproteins (RNPs) are frequently applied for therapeutic gene editing as well as fundamental research, because the method is fast, viral free, and does not rely on clonal selection. We evaluated various parameters to genetically engineer human hematopoietic stem progenitor cells (HSPCs) using sp Cas9-RNPs and achieve gene editing efficiencies up to 80%. We find that single guide RNA (sgRNA) design is critical to achieve high gene editing efficiencies. However, finding effective sgRNAs for HSPCs can be challenging, while the contribution of numerous in silico models is unclear. Here we established a time- and cost-efficient in vitro transcribed sgRNA screening model in K562 cells to identify sgRNAs that are effective in HSPCs using RNP delivery. We show that this simple screening method outperforms all in silico prediction models. Our data demonstrates that most in silico sgRNA prediction models are ineffective and we make recommendations to potentially improve their accuracy. We report that gene editing is equally efficient in distinct CD34 + HSPC subpopulations. Furthermore, no effects on cell proliferation, differentiation or in vitro hematopoietic lineage commitment were observed. Finally, no upregulation of p21 expression was found, suggesting unperturbed HSPC homeostasis. Key points In vitro transcribed single sgRNAs (IVTsgRNA) screening in K562 outperforms in silico modeling Hematopoietic stem and progenitor cells are equally targeted by Ribonucleoproteins (RNPs) Hematopoietic stem and progenitor cells show no induction of p21 expression or effects on differentiation, proliferation and lineage commitment Graphical abstract