While the number and identity of proteins expressed in a single human cell type is currently unknown, this fundamental question can be addressed by advanced mass spectrometry (MS)-based proteomics. Online liquid chromatography coupled to high-resolution MS and MS/MS yielded 166 420 peptides with unique amino-acid sequence from HeLa cells. These peptides identified 10 255 different human proteins encoded by 9207 human genes, providing a lower limit on the proteome in this cancer cell line. Deep transcriptome sequencing revealed transcripts for nearly all detected proteins. We calculate copy numbers for the expressed proteins and show that the abundances of > 90% of them are within a factor 60 of the median protein expression level. Comparisons of the proteome and the transcriptome, and analysis of protein complex databases and GO categories, suggest that we achieved deep coverage of the functional transcriptome and the proteome of a single cell type.

Regulatory protein phosphorylation controls normal and pathophysiological signaling in eukaryotic cells. Despite great advances in mass-spectrometry-based proteomics, the extent, localization, and site-specific stoichiometry of this posttranslational modification (PTM) are unknown. Here, we develop a stringent experimental and computational workflow, capable of mapping more than 50,000 distinct phosphorylated peptides in a single human cancer cell line. We detected more than three-quarters of cellular proteins as phosphoproteins and determined very high stoichiometries in mitosis or growth factor signaling by label-free quantitation. The proportion of phospho-Tyr drastically decreases as coverage of the phosphoproteome increases, whereas Ser/Thr sites saturate only for technical reasons. Tyrosine phosphorylation is maintained at especially low stoichiometric levels in the absence of specific signaling events. Unexpectedly, it is enriched on higher-abundance proteins, and this correlates with the substrate KM values of tyrosine kinases. Our data suggest that P-Tyr should be considered a functionally separate PTM of eukaryotic proteomes.

Abstract

 Mitochondria are tailored to meet the metabolic and signaling needs of each cell. To explore its molecular composition, we performed a proteomic survey of mitochondria from mouse brain, heart, kidney, and liver and combined the results with existing gene annotations to produce a list of 591 mitochondrial proteins, including 163 proteins not previously associated with this organelle. The protein expression data were largely concordant with large-scale surveys of RNA abundance and both measures indicate tissue-specific differences in organelle composition. RNA expression profiles across tissues revealed networks of mitochondrial genes that share functional and regulatory mechanisms. We also determined a larger "neighborhood" of genes whose expression is closely correlated to the mitochondrial genes. The combined analysis identifies specific genes of biological interest, such as candidates for mtDNA repair enzymes, offers new insights into the biogenesis and ancestry of mammalian mitochondria, and provides a framework for understanding the organelle's contribution to human disease.

Summary

 N-linked glycosylation is a biologically important protein modification, but only a small fraction of modification sites have been mapped. We developed a "filter aided sample preparation" (FASP)-based method in which glycopeptides are enriched by binding to lectins on the top of a filter and mapped 6367 N-glycosylation sites on 2352 proteins in four mouse tissues and blood plasma using high-accuracy mass spectrometry. We found 74% of known mouse N-glycosites and discovered an additional 5753 sites on a diverse range of proteins. Sites almost always have the N-!P-[S|T]-!P (where !P is not proline) and rarely the N-X-C motif or nonconsensus sequences. Combining the FASP approach with analysis of subcellular glycosite localization reveals that the sites always orient toward the extracellular space or toward the lumen of ER, Golgi, lysosome, or peroxisome. The N-glycoproteome contains a plethora of modification sites on factors important in development, organ-specific functions, and disease.

Absolute protein quantification using mass spectrometry (MS)-based proteomics delivers protein concentrations or copy numbers per cell. Existing methodologies typically require a combination of isotope-labeled spike-in references, cell counting, and protein concentration measurements. Here we present a novel method that delivers similar quantitative results directly from deep eukaryotic proteome datasets without any additional experimental steps. We show that the MS signal of histones can be used as a "proteomic ruler" because it is proportional to the amount of DNA in the sample, which in turn depends on the number of cells. As a result, our proteomic ruler approach adds an absolute scale to the MS readout and allows estimation of the copy numbers of individual proteins per cell. We compare our protein quantifications with values derived via the use of stable isotope labeling by amino acids in cell culture and protein epitope signature tags in a method that combines spike-in protein fragment standards with precise isotope label quantification. The proteomic ruler approach yields quantitative readouts that are in remarkably good agreement with results from the precision method. We attribute this surprising result to the fact that the proteomic ruler approach omits error-prone steps such as cell counting or protein concentration measurements. The proteomic ruler approach is readily applicable to any deep eukaryotic proteome dataset-even in retrospective analysis-and we demonstrate its usefulness with a series of mouse organ proteomes.

Membrane proteomics is challenging because the desirable strong detergents are incompatible with downstream analysis. Recently, we demonstrated efficient removal of SDS by the filter aided sample preparation method (FASP). Here we combine FASP with our previously described small-scale membrane enrichment protocol. Analysis of a single mouse hippocampus enables identification of more than 1000 membrane proteins in a single LC-MS/MS run without protein or peptide prefractionation. To extend proteome coverage, we developed a simple anion exchange fractionation method in a StageTip format. When separating peptides into six fractions, a duplicate analysis resulted in identification of 4206 proteins of which 64% were membrane proteins. This data set covers 83% of glutamate and GABA receptor subunits identified in hippocampus in the Allen Brain Atlas and adds further isoforms. The combined method provides a streamlined protocol for rapid and sensitive membrane proteome mapping. We also provide a generic protocol for combining FASP with StageTip-based ion exchange fractionation, which is generally applicable to proteome analysis.

The hepatic organic anion transporting polypeptides (OATPs) influence the pharmacokinetics of several drug classes and are involved in many clinical drug–drug interactions. Predicting potential interactions with OATPs is, therefore, of value. Here, we developed in vitro and in silico models for identification and prediction of specific and general inhibitors of OATP1B1, OATP1B3, and OATP2B1. The maximal transport activity (MTA) of each OATP in human liver was predicted from transport kinetics and protein quantification. We then used MTA to predict the effects of a subset of inhibitors on atorvastatin uptake in vivo. Using a data set of 225 drug-like compounds, 91 OATP inhibitors were identified. In silico models indicated that lipophilicity and polar surface area are key molecular features of OATP inhibition. MTA predictions identified OATP1B1 and OATP1B3 as major determinants of atorvastatin uptake in vivo. The relative contributions to overall hepatic uptake varied with isoform specificities of the inhibitors.

Analytical advantages of using multiple enzymes for sample digestion (MED), primarily an increase of sequence coverage, have been reported in several studies. However, this approach is only rarely used, mainly because it requires additional sample and mass spectrometric measurement time. We have previously described Filter Aided Sample Preparation (FASP), a type of proteomic reactor, in which samples dissolved in sodium dodecyl sulfate (SDS) are digested in an ultrafiltration unit. In FASP, such as in any other preparation protocol, a portion of sample remains after digestion and peptide elution. Making use of this fact, we here develop a protocol enabling consecutive digestion of the sample with two or three enzymes. By use of the FASP method, peptides are liberated after each digestion step and remaining material is subsequently cleaved with the next proteinase. We observed excellent performance of the ultrafiltration devices in this mode, allowing efficient separation of orthogonal populations of peptides, resulting in an increase in the numbers of identified peptides and proteins. At the low microgram level, we found that the consecutive use of endoproteinases LysC and trypsin enabled identification of up to 40% more proteins and phosphorylation sites in comparison to the commonly used one-step tryptic digestion. MED-FASP offers efficient exploration of previously unused sample material, increasing depth of proteomic analyses and sequence coverage.