Abstract Background Analysis of metagenomic and metatranscriptomic data is complicated and typically requires extensive computational resources. Leveraging a curated reference database of genes encoded by members of the target microbiome can make these analyses more tractable. Unfortunately, there is no such reference database available for the vaginal microbiome. Results In this study, we assembled a comprehensive human vaginal non-redundant gene catalog (VIRGO) from 264 vaginal metagenomes and 416 genomes of urogenital bacterial isolates. VIRGO includes 0.95 million non-redundant genes compiled from a total of 5.5 million genes belonging to 318 unique bacterial species. We show that VIRGO covers more than 95% of the vaginal bacterial gene content in metagenomes from North American, African, and Chinese women. The gene catalog was extensively functionally annotated from 17 diverse protein databases, and importantly taxonomy was assigned through in silico binning of genes derived from metagenomic assemblies. To further enable focused analyses of individual genes and proteins, we also clustered the non-redundant genes into vaginal orthologous groups (VOG). The gene-centric design of VIRGO and VOG provides an easily accessible tool to comprehensively characterize the structure and function of vaginal metagenome and metatranscriptome datasets. To highlight the utility of VIRGO, we analyzed 1,507 additional vaginal metagenomes, uncovering an as of yet undetected high degree of intraspecies diversity within and across vaginal microbiota. Conclusions VIRGO offers a convenient reference database and toolkit that will facilitate a more in-depth understanding of the role of vaginal microorganisms in women’s health and reproductive outcomes.

ABSTRACT “Leaky gut”, or high intestinal barrier permeability, is common in preterm newborns. The role of microbiota in this process remains largely uncharacterized. We employed both short- and long-read sequencing of the 16S rRNA gene and metagenomes to characterize the intestinal microbiome of a longitudinal cohort of 113 preterm infants born between 24 0/7 -32 6/7 weeks of gestation. Enabled by enhanced taxonomic resolution, we found significantly increased abundance of Bifidobacterium breve and a diet rich in mother’s breastmilk to be associated with intestinal barrier maturation during the first week of life. We combined these factors using genome- resolved metagenomics and identified a highly specialized genetic capability of the Bifidobacterium strains to assimilate human milk oligosaccharides and host-derived glycoproteins. Our study proposed mechanistic roles of breastmilk feeding and intestinal microbial colonization in postnatal intestinal barrier maturation; these observations are critical towards advancing therapeutics to prevent and treat hyperpermeable gut- associated conditions, including necrotizing enterocolitis. IMPORTANCE Despite improvements in neonatal intensive care, necrotizing enterocolitis (NEC) remains a leading cause of morbidity and mortality. “Leaky gut”, or intestinal barrier immaturity with elevated intestinal permeability, is the proximate cause of susceptibility to NEC. Early detection and intervention to prevent leaky gut in “at-risk” preterm neonates is critical to lower the risk for potentially life-threatening complications like NEC. However, the complex interactions between the developing gut microbial community, nutrition, and intestinal barrier function, remain largely uncharacterized. In this study, we revealed the critical role of sufficient breastmilk feeding volume and specialized carbohydrate metabolism capability of Bifidobacterium in coordinated postnatal improvement of intestinal barrier. Determining the clinical and microbial biomarkers that drive the intestinal developmental disparity will inform early detection and novel therapeutic strategies to promote appropriate intestinal barrier maturation, prevent NEC and other adverse health conditions in preterm infants.

Intestinal barrier immaturity, or "leaky gut," is the proximate cause of susceptibility to necrotizing enterocolitis in preterm neonates. However, the impact of intestinal microbiota development on intestinal mucosal barrier maturation has not been evaluated in this population. In this study, we investigated a longitudinally sampled cohort of 38 preterm infants monitored for intestinal permeability (IP) and fecal microbiota during the first two weeks of life. Rapid decrease in IP indicating intestinal barrier function maturation correlated with significant increase in community diversity. In particular, members of the Clostridiales and Bifidobacterium were highly transcriptionally active, and progressively increasing abundance in Clostridiales was significantly associated with decreased gut permeability. Further, neonatal factors previously identified to promote intestinal barrier maturation, including early exclusive breastmilk feeding and low antibiotic exposure, favor the early colonization of the gut microbiota by members of the Clostridiales, which altogether are associated with improved intestinal barrier function in preterm infants.