Yeast Rpd3 histone deacetylase plays an important role at actively transcribed genes. We characterized two distinct Rpd3 complexes, Rpd3L and Rpd3S, by MudPIT analysis. Both complexes shared a three subunit core and Rpd3L contains unique subunits consistent with being a promoter targeted corepressor. Rco1 and Eaf3 were subunits specific to Rpd3S. Mutants of RCO1 and EAF3 exhibited increased acetylation in the FLO8 and STE11 open reading frames (ORFs) and the appearance of aberrant transcripts initiating within the body of these ORFs. Mutants in the RNA polymerase II-associated SET2 histone methyltransferase also displayed these defects. Set2 functioned upstream of Rpd3S and the Eaf3 methyl-histone binding chromodomain was important for recruitment of Rpd3S and for deacetylation within the STE11 ORF. These data indicate that Pol II-associated Set2 methylates H3 providing a transcriptional memory which signals for deacetylation of ORFs by Rpd3S. This erases transcription elongation-associated acetylation to suppress intragenic transcription initiation.

HIV-1 is unable to replicate efficiently in dendritic cells, the antigen-presenting tissue cells that function in both innate and adaptive immunity. Other primate lentiviruses, including HIV-2 and some simian immunodeficiency viruses, express a protein called Vpx that is able to overcome the block to replication. Two groups now report the identification of the restriction factor in dendritic cells and macrophages that is overcome by Vpx. Vpx is found to induce degradation of the protein SAMHD1. Mutations in SAMHD1 cause Aicardi–Goutières syndrome, a disorder characterized by inappropriate activation of the immune system. Knockdown of SAMHD1 increases HIV-1 replication in dendritic cells, which could be important for generating appropriate immune responses to the virus. Macrophages and dendritic cells have key roles in viral infections, providing virus reservoirs that frequently resist antiviral therapies and linking innate virus detection to antiviral adaptive immune responses1,2. Human immunodeficiency virus 1 (HIV-1) fails to transduce dendritic cells and has a reduced ability to transduce macrophages, due to an as yet uncharacterized mechanism that inhibits infection by interfering with efficient synthesis of viral complementary DNA3,4. In contrast, HIV-2 and related simian immunodeficiency viruses (SIVsm/mac) transduce myeloid cells efficiently owing to their virion-associated Vpx accessory proteins, which counteract the restrictive mechanism5,6. Here we show that the inhibition of HIV-1 infection in macrophages involves the cellular SAM domain HD domain-containing protein 1 (SAMHD1). Vpx relieves the inhibition of lentivirus infection in macrophages by loading SAMHD1 onto the CRL4DCAF1 E3 ubiquitin ligase, leading to highly efficient proteasome-dependent degradation of the protein. Mutations in SAMHD1 cause Aicardi–Goutières syndrome, a disease that produces a phenotype that mimics the effects of a congenital viral infection7,8. Failure to dispose of endogenous nucleic acid debris in Aicardi–Goutières syndrome results in inappropriate triggering of innate immune responses via cytosolic nucleic acids sensors9,10. Thus, our findings show that macrophages are defended from HIV-1 infection by a mechanism that prevents an unwanted interferon response triggered by self nucleic acids, and uncover an intricate relationship between innate immune mechanisms that control response to self and to retroviral pathogens.

Phosphorylation of the human histone variant H2A.X and H2Av, its homolog in Drosophila melanogaster, occurs rapidly at sites of DNA double-strand breaks. Little is known about the function of this phosphorylation or its removal during DNA repair. Here, we demonstrate that the Drosophila Tip60 (dTip60) chromatin-remodeling complex acetylates nucleosomal phospho-H2Av and exchanges it with an unmodified H2Av. Both the histone acetyltransferase dTip60 as well as the adenosine triphosphatase Domino/p400 catalyze the exchange of phospho-H2Av. Thus, these data reveal a previously unknown mechanism for selective histone exchange that uses the concerted action of two distinct chromatin-remodeling enzymes within the same multiprotein complex.

COMPASS, the yeast homolog of the mammalian MLL complex, is a histone H3 lysine 4 (H3K4) methylase consisting of Set1 (KMT2) and seven other polypeptides, including Cps35, the only essential subunit. Histone H2B monoubiquitination by Rad6/Bre1 is required for both H3K4 methylation by COMPASS, and H3K79 methylation by Dot1. However, the molecular mechanism for such histone crosstalk is poorly understood. Here, we demonstrate that histone H2B monoubiquitination controls the binding of Cps35 with COMPASS complex. Cps 35 is required for COMPASS' catalytic activity in vivo, and the addition of exogenous purified Cps35 to COMPASS purified from a Δrad6 background results in the generation of a methylation competent COMPASS. Cps35 associates with the chromatin of COMPASS-regulated genes in a H2BK123 monoubiquitination-dependent but Set1-independent manner. Cps35 is also required for proper H3K79 trimethylation. These findings offer insight into the molecular role of Cps35 in translating the H2B monoubiquitination signal into H3 methylation.

The mammalian Retinoblastoma (RB) family including pRB, p107, and p130 represses E2F target genes through mechanisms that are not fully understood. In D. melanogaster, RB-dependent repression is mediated in part by the multisubunit protein complex Drosophila RBF, E2F, and Myb (dREAM) that contains homologs of the C. elegans synthetic multivulva class B (synMuvB) gene products. Using an integrated approach combining proteomics, genomics, and bioinformatic analyses, we identified a p130 complex termed DP, RB-like, E2F, and MuvB (DREAM) that contains mammalian homologs of synMuvB proteins LIN-9, LIN-37, LIN-52, LIN-54, and LIN-53/RBBP4. DREAM bound to more than 800 human promoters in G0 and was required for repression of E2F target genes. In S phase, MuvB proteins dissociated from p130 and formed a distinct submodule that bound MYB. This work reveals an evolutionarily conserved multisubunit protein complex that contains p130 and E2F4, but not pRB, and mediates the repression of cell cycle-dependent genes in quiescence.

Posttranslational modifications play a key role in recruiting chromatin remodeling and modifying enzymes to specific regions of chromosomes to modulate chromatin structure. Alc1 (amplified in liver cancer 1), a member of the SNF2 ATPase superfamily with a carboxy-terminal macrodomain, is encoded by an oncogene implicated in the pathogenesis of hepatocellular carcinoma. Here we show that Alc1 interacts transiently with chromatin-associated proteins, including histones and the poly(ADP-ribose) polymerase Parp1. Alc1 ATPase and chromatin remodeling activities are strongly activated by Parp1 and its substrate NAD and require an intact macrodomain capable of binding poly(ADP-ribose). Alc1 is rapidly recruited to nucleosomes in vitro and to chromatin in cells when Parp1 catalyzes PAR synthesis. We propose that poly(ADP-ribosyl)ation of chromatin-associated Parp1 serves as a mechanism for targeting a SNF2 family remodeler to chromatin.

Promoter-proximal pausing by initiated RNA polymerase II (Pol II) and regulated release of paused polymerase into productive elongation has emerged as a major mechanism of transcription activation. Reactivation of paused Pol II correlates with recruitment of super-elongation complexes (SECs) containing ELL/EAF family members, P-TEFb, and other proteins, but the mechanism of their recruitment is an unanswered question. Here, we present evidence for a role of human Mediator subunit MED26 in this process. We identify in the conserved N-terminal domain of MED26 overlapping docking sites for SEC and a second ELL/EAF-containing complex, as well as general initiation factor TFIID. In addition, we present evidence consistent with the model that MED26 can function as a molecular switch that interacts first with TFIID in the Pol II initiation complex and then exchanges TFIID for complexes containing ELL/EAF and P-TEFb to facilitate transition of Pol II into the elongation stage of transcription.

In the absence of growth signals, cells exit the cell cycle and enter into G0 or quiescence. Alternatively, cells enter senescence in response to inappropriate growth signals such as oncogene expression. The molecular mechanisms required for cell cycle exit into quiescence or senescence are poorly understood. The DREAM (DP, RB [retinoblastoma], E2F, and MuvB) complex represses cell cycle-dependent genes during quiescence. DREAM contains p130, E2F4, DP1, and a stable core complex of five MuvB-like proteins: LIN9, LIN37, LIN52, LIN54, and RBBP4. In mammalian cells, the MuvB core dissociates from p130 upon entry into the cell cycle and binds to BMYB during S phase to activate the transcription of genes expressed late in the cell cycle. We used mass spectroscopic analysis to identify phosphorylation sites that regulate the switch of the MuvB core from BMYB to DREAM. Here we report that DYRK1A can specifically phosphorylate LIN52 on serine residue 28, and that this phosphorylation is required for DREAM assembly. Inhibiting DYRK1A activity or point mutation of LIN52 disrupts DREAM assembly and reduces the ability of cells to enter quiescence or undergo Ras-induced senescence. These data reveal an important role for DYRK1A in the regulation of DREAM activity and entry into quiescence.

Summary Human DYRK1A gene encoding Dual-specificity tyrosine (Y)- Regulated Kinase 1A (DYRK1A) is a dosage-dependent gene whereby either trisomy or haploinsufficiency result in developmental abnormalities. However, the function and regulation of this important protein kinase are not fully understood. Here we report proteomic analysis of DYRK1A in human cells that revealed a novel role of DYRK1A in the DNA double-strand break (DSB) repair signaling. This novel function of DYRK1A is mediated in part by its interaction with ubiquitin-binding protein RNF169 that regulates the choice between homologous recombination (HR) and non-homologous end joining (NHEJ) DSB repair. Accumulation of RNF169 at the DSB sites promotes homologous recombination (HR) by limiting the recruitment of the scaffold protein 53BP1 that promotes NHEJ by protecting the DNA ends from resection. Inducible overexpression of active, but not the kinase inactive, DYRK1A in U-2 OS cells inhibited accumulation of 53BP1 at the DSB sites in RNF169-dependent manner. Mutation of DYRK1A phosphorylation sites in RNF169 or pharmacological inhibition of DYRK1A using harmine decreased the ability of RNF169 to displace 53BP1 from radiation-induced DSB sites. In order to further investigate the role of DYRK1A in regulation of DNA repair, we used CRISPR-Cas9 mediated knockout of DYRK1A in human and mouse cells. Interestingly, knockout of DYRK1A also caused a defect in 53BP1 DSB recruitment that was independent of RNF169, suggesting that dosage of DYRK1A can influence the DNA repair processes through several mechanisms. U-2 OS cells devoid of DYRK1A displayed an increased DNA repair and HR efficiency, and showed a decreased sensitivity to the PARP inhibitor olaparib when compared to control cells. Given evidence of its altered expression in human cancers, DYRK1A levels could represent a significant determinant of the DNA damaging therapy response.