An early stage in mouse blood development is reconstructed from gene expression data on thousands of single cells. Reconstruction of the molecular pathways controlling organ development has been hampered by a lack of methods to resolve embryonic progenitor cells. Here we describe a strategy to address this problem that combines gene expression profiling of large numbers of single cells with data analysis based on diffusion maps for dimensionality reduction and network synthesis from state transition graphs. Applying the approach to hematopoietic development in the mouse embryo, we map the progression of mesoderm toward blood using single-cell gene expression analysis of 3,934 cells with blood-forming potential captured at four time points between E7.0 and E8.5. Transitions between individual cellular states are then used as input to develop a single-cell network synthesis toolkit to generate a computationally executable transcriptional regulatory network model of blood development. Several model predictions concerning the roles of Sox and Hox factors are validated experimentally. Our results demonstrate that single-cell analysis of a developing organ coupled with computational approaches can reveal the transcriptional programs that underpin organogenesis.

Multipotent self-renewing haematopoietic stem cells (HSCs) regenerate the adult blood system after transplantation1, which is a curative therapy for numerous diseases including immunodeficiencies and leukaemias2. Although substantial effort has been applied to identifying HSC maintenance factors through the characterization of the in vivo bone-marrow HSC microenvironment or niche3–5, stable ex vivo HSC expansion has previously been unattainable6,7. Here we describe the development of a defined, albumin-free culture system that supports the long-term ex vivo expansion of functional mouse HSCs. We used a systematic optimization approach, and found that high levels of thrombopoietin synergize with low levels of stem-cell factor and fibronectin to sustain HSC self-renewal. Serum albumin has long been recognized as a major source of biological contaminants in HSC cultures8; we identify polyvinyl alcohol as a functionally superior replacement for serum albumin that is compatible with good manufacturing practice. These conditions afford between 236- and 899-fold expansions of functional HSCs over 1 month, although analysis of clonally derived cultures suggests that there is considerable heterogeneity in the self-renewal capacity of HSCs ex vivo. Using this system, HSC cultures that are derived from only 50 cells robustly engraft in recipient mice without the normal requirement for toxic pre-conditioning (for example, radiation), which may be relevant for HSC transplantation in humans. These findings therefore have important implications for both basic HSC research and clinical haematology. An albumin-free culture system for the long-term ex vivo expansion of mouse haematopoietic stem cells produces 236- to 899-fold expansion, and generates cultures that robustly engraft in recipient mice without toxic pre-conditioning.

Haematopoietic stem cells (HSCs) are a rare cell type that reconstitute the entire blood and immune systems after transplantation and can be used as a curative cell therapy for a variety of haematological diseases1,2. However, the low number of HSCs in the body makes both biological analyses and clinical application difficult, and the limited extent to which human HSCs can be expanded ex vivo remains a substantial barrier to the wider and safer therapeutic use of HSC transplantation3. Although various reagents have been tested in attempts to stimulate the expansion of human HSCs, cytokines have long been thought to be essential for supporting HSCs ex vivo4. Here we report the establishment of a culture system that allows the long-term ex vivo expansion of human HSCs, achieved through the complete replacement of exogenous cytokines and albumin with chemical agonists and a caprolactam-based polymer. A phosphoinositide 3-kinase activator, in combination with a thrombopoietin-receptor agonist and the pyrimidoindole derivative UM171, were sufficient to stimulate the expansion of umbilical cord blood HSCs that are capable of serial engraftment in xenotransplantation assays. Ex vivo HSC expansion was further supported by split-clone transplantation assays and single-cell RNA-sequencing analysis. Our chemically defined expansion culture system will help to advance clinical HSC therapies.

ABSTRACT The biological mechanisms that sustain the vast blood production required for healthy life remain incompletely understood. To address this knowledge gap, we developed an in vivo hematopoietic stem cell (HSC)-based large-scale CRISPR knockout screening platform to enable the genetic interrogation of hematopoiesis and broad aspects of immune cell function in vivo. Targeting ∼7000 genes with this methodology, we discovered SAGA complex members Tada2b and Taf5l as key regulators of HSC lineage commitment. Loss of Tada2b or Taf5l inhibited hematopoiesis in vivo and was associated with upregulation of interferon response gene expression. SAGA complex member expression is significantly reduced in aged HSCs and upregulated with heterochronic parabiosis, suggesting a novel mechanism of age-associated hematopoietic decline and rejuvenation. Our study provides a rich functional genetics resource of hematopoiesis regulators accessible through a public interactive database ( www.hematopoiesiscrisprscreens.com ), a novel mechanism regulating age-related decline of hematopoiesis, and a new methodology with broad applications to systematically probe the development and functions of the lymphohematopoietic system.

Abstract Gene editing using engineered nucleases frequently produces on- and off-target indels in hematopoietic stem cells (HSCs). Gene-edited HSC cultures thus contain genetically heterogenous populations, the majority of which either do not carry the desired edit or harbor unwanted mutations. In consequence, transplanting edited HSCs carries the risks of suboptimal efficiency and of unwanted mutations in the graft. Here, we present an approach for expanding gene-edited HSCs at clonal density, allowing for genetic profiling of individual clones before transplantation. We achieved this by developing a defined, polymer-based expansion system and identifying long-term expanding clones within the CD201 + CD150 + CD48 - c-Kit + Sca-1 + Lin - population of pre-cultured HSCs. Using the Prkdc scid immunodeficiency model, we demonstrate that we can expand and profile edited HSC clones to check for desired and unintended modifications. Transplantation of Prkdc- corrected HSCs rescued the immunodeficient phenotype. Our ex vivo -manipulation platform establishes a novel paradigm to control genetic heterogeneity in HSC gene editing and therapy.

Summary Hematopoietic stem cells (HSCs) cultured outside the body are the fundamental component of a wide range of cellular and gene therapies. Recent efforts have achieved more than 200-fold expansion of functional HSCs, but their molecular characterization has not been possible due to the substantial majority of cells being non-HSCs and single cell-initiated cultures displaying substantial clone-to-clone variability. Using the Fgd5 reporter mouse in combination with the EPCR surface marker, we report exclusive identification of HSCs from non-HSCs in expansion cultures. Linking single clone functional transplantation data with single clone gene expression profiling, we show that the molecular profile of expanded HSCs is similar to actively cycling fetal liver HSCs and shares a gene expression signature with functional HSCs from all sources, including Prdm16 , Fstl1 and Palld . This new tool can now be applied to a wide-range of functional screening and molecular experiments previously not possible due to limited HSC numbers.

Abstract CRISPR/Cas9-mediated beta-globin ( HBB ) gene correction of Sickle Cell Disease (SCD) patient-derived hematopoietic stem cells (HSCs) in combination with autologous transplantation represents a novel paradigm in gene therapy. Although several Cas9-based HBB -correction approaches have been proposed, functional correction of in vivo erythropoiesis has not been investigated. Here, we used a humanized globin-cluster SCD mouse model to study Cas9-AAV6-mediated HBB -correction in functional HSCs within the context of autologous transplantation. We discover that long-term multipotent HSCs can be gene corrected ex vivo and stable hemoglobin-A production can be achieved in vivo from HBB -corrected HSCs following autologous transplantation. We observed a direct correlation between increased HBB -corrected myeloid chimerism and normalized in vivo RBC features, but even low levels of chimerism resulted in robust hemoglobin-A levels. Moreover, this study offers a platform for gene editing of mouse HSCs for both basic and translational research.

ABSTRACT Animal chimeras are widely used for biomedical discoveries, from developmental biology to cancer research. However, the accurate quantitation of mixed cell types in chimeric and mosaic tissues has challenges. Here, we have developed and characterized a droplet digital PCR single-nucleotide discrimination assay to detect chimerism among albino and non-albino mouse strains. In addition, we have validated that this assay is compatible with crude lysate from most organs, drastically streamlining sample preparation. This chimerism detection assay has many additional advantages over existing methods including its robust nature, minimal technical bias, and ability to report the total number of cells in a prepared sample. Importantly, the concepts developed and discussed here are readily adapted to other genomic loci to accurately measure mixed cell populations in any tissue.

Mouse embryonic stem cells are derived from in vitro explantation of blastocyst epiblasts and contribute to both the somatic lineage and germline when returned to the blastocyst but are normally excluded from the trophoblast lineage and primitive endoderm. Here, we report that cultures of expanded potential stem cells (EPSCs) can be established from individual blastomeres, by direct conversion of mouse embryonic stem cells (ESCs) and by genetically reprogramming somatic cells. Remarkably, a single EPSC contributes to the embryo proper and placenta trophoblasts in chimeras. Critically, culturing EPSCs in a trophoblast stem cell (TSC) culture condition permits direct establishment of TSC lines without genetic modification. Molecular analyses including single cell RNA-seq reveal that EPSCs share cardinal pluripotency features with ESCs but have an enriched blastomere transcriptomic signature and a dynamic DNA methylome. These proof-of-concept results open up the possibility of establishing cultures of similar stem cells in other mammalian species.