Degradable microparticles have broad utility as vehicles for drug delivery and form the basis of several therapies approved by the US Food and Drug Administration. Conventional emulsion-based methods of manufacturing produce particles with a wide range of diameters (and thus kinetics of release) in each batch. This paper describes the fabrication of monodisperse, drug-loaded microparticles from biodegradable polymers using the microfluidic flow-focusing (FF) devices and the drug-delivery properties of those particles. Particles are engineered with defined sizes, ranging from 10 microm to 50 microm. These particles are nearly monodisperse (polydispersity index = 3.9%). A model amphiphilic drug (bupivacaine) is incorporated within the biodegradable matrix of the particles. Kinetic analysis shows that the release of the drug from these monodisperse particles is slower than that from conventional methods of the same average size but a broader distribution of sizes and, most importantly, exhibit a significantly lower initial burst than that observed with conventional particles. The difference in the initial kinetics of drug release is attributed to the uniform distribution of the drug inside the particles generated using the microfluidic methods. These results demonstrate the utility of microfluidic FF for the generation of homogenous systems of particles for the delivery of drugs.

Significance The therapeutic potential of protein-based genome editing is dependent on the delivery of proteins to appropriate intracellular targets. Here we report that combining bioreducible lipid nanoparticles and negatively supercharged Cre recombinase or anionic Cas9:single-guide (sg)RNA complexes drives the self-assembly of nanoparticles for potent protein delivery and genome editing. The design of bioreducible lipids facilitates the degradation of nanoparticles inside cells in response to the reductive intracellular environment, enhancing the endosome escape of protein. In addition, modulation of protein charge through either genetic fusion of supercharged protein or complexation of Cas9 with its inherently anionic sgRNA allows highly efficient protein delivery and effective genome editing in mammalian cells and functional recombinase delivery in the rodent brain.

Although genetic factors contribute to almost half of all cases of deafness, treatment options for genetic deafness are limited. We developed a genome-editing approach to target a dominantly inherited form of genetic deafness. Here we show that cationic lipid-mediated in vivo delivery of Cas9-guide RNA complexes can ameliorate hearing loss in a mouse model of human genetic deafness. We designed and validated, both in vitro and in primary fibroblasts, genome editing agents that preferentially disrupt the dominant deafness-associated allele in the Tmc1 (transmembrane channel-like gene family 1) Beethoven (Bth) mouse model, even though the mutant Tmc1Bth allele differs from the wild-type allele at only a single base pair. Injection of Cas9-guide RNA-lipid complexes targeting the Tmc1Bth allele into the cochlea of neonatal Tmc1Bth/+ mice substantially reduced progressive hearing loss. We observed higher hair cell survival rates and lower auditory brainstem response thresholds in injected ears than in uninjected ears or ears injected with control complexes that targeted an unrelated gene. Enhanced acoustic startle responses were observed among injected compared to uninjected Tmc1Bth/+ mice. These findings suggest that protein-RNA complex delivery of target gene-disrupting agents in vivo is a potential strategy for the treatment of some types of autosomal-dominant hearing loss.

The emergence of highly transmissible severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) variants of concern (VOCs) that are resistant to the current COVID-19 vaccines highlights the need for continued development of broadly protective vaccines for the future. Here, we developed two messenger RNA (mRNA)-lipid nanoparticle (LNP) vaccines, TU88mCSA and ALCmCSA, using the ancestral SARS-CoV-2 spike sequence, optimized 5′ and 3′ untranslated regions (UTRs), and LNP combinations. Our data showed that these nanocomplexes effectively activate CD4 + and CD8 + T cell responses and humoral immune response and provide complete protection against WA1/2020, Omicron BA.1 and BQ.1 infection in hamsters. Critically, in Omicron BQ.1 challenge hamster models, TU88mCSA and ALCmCSA not only induced robust control of virus load in the lungs but also enhanced protective efficacy in the upper respiratory airways. Antigen-specific immune analysis in mice revealed that the observed cross-protection is associated with superior UTRs [Carboxylesterase 1d (Ces1d)/adaptor protein-3β (AP3B1)] and LNP formulations that elicit robust lung tissue-resident memory T cells. Strong protective effects of TU88mCSA or ALCmCSA against both WA1/2020 and VOCs suggest that this mRNA-LNP combination can be a broadly protective vaccine platform in which mRNA cargo uses the ancestral antigen sequence regardless of the antigenic drift. This approach could be rapidly adapted for clinical use and timely deployment of vaccines against emerging and reemerging VOCs.

Abstract Clinically licensed COVID-19 vaccines ameliorate viral infection by inducing vaccinee production of neutralizing antibodies that bind to the SARS-CoV-2 Spike protein to inhibit viral cellular entry (Walsh et al., 2020; Baden et al., 2021), however the clinical effectiveness of these vaccines is transitory as viral variants arise that escape antibody neutralization (Tregoning et al., 2021; Willett et al., 2022). Vaccines that solely rely upon a T cell response to combat viral infection could be transformational because they can be based on highly conserved short peptide epitopes that hold the potential for pan-variant immunity, but a mRNA-LNP T cell vaccine has not been shown to be sufficient for effective antiviral prophylaxis. Here we show that a mRNA-LNP vaccine based on highly conserved short peptide epitopes activates a CD8 + and CD4 + T cell response that prevents mortality in HLA-A*02:01 transgenic mice infected with the SARS-CoV-2 Beta variant of concern (B.1.351). In mice vaccinated with the T cell vaccine, 24% of the nucleated cells in lung were CD8 + T cells on day 7 post infection. This was 5.5 times more CD8 + T cell infiltration of the lungs in response to infection compared to the Pfizer-BioNTech Comirnaty® vaccine. Between days 2 and 7 post infection, the number of CD8 + T cells in the lung increased in mice vaccinated with the T cell vaccine and decreased in mice vaccinated with Comirnaty®. The T cell vaccine did not produce neutralizing antibodies, and thus our results demonstrate that SARS-CoV-2 viral infection can be controlled by a T cell response alone. Our results suggest that further study is merited for pan-variant T cell vaccines, and that T cell vaccines may be relevant for individuals that cannot produce neutralizing antibodies or to help mitigate Long COVID.

Abstract New strains of SARS-CoV-2 have emerged, including B.1.351 and P.1, that demonstrate increased transmissibility and the potential of rendering current SARS-CoV-2 vaccines less effective. A concern is that existing SARS-CoV-2 spike subunit vaccines produce neutralizing antibodies to three dimensional spike epitopes that are subject to change during viral drift. Here we provide an initial report on the hypothesis that adaptive T cell based immunity may provide a path for a pan-COVID-19 vaccine that is resilient to viral drift. T cell based adaptive immunity can be based on short peptide sequences selected from the viral proteome that are less subject to drift, and can utilize multiple such epitopes to provide redundancy in the event of drift. We find that SARS-CoV-2 peptides contained in a mRNA-LNP T cell vaccine for SARS-CoV-2 are immunogenic in mice transgenic for the human HLA-A*02:01 gene. We plan to test the efficacy of this vaccine with SARS-CoV-2 B.1.351 challenge trials with HLA-A*02:01 mice.

Abstract RNA therapeutics have been successfully transitioned into clinical applications. Lipid nanoparticles (LNPs) are widely employed as nonviral delivery vehicles for RNA therapeutics in commercial vaccine and gene therapy products. However, the bottleneck in expanding the clinical applications of LNP‐based RNA therapeutics lies in the tendency of these nanoparticles to preferentially accumulate in the liver. This challenge underscores the need to design LNPs capable of delivering RNA to organs beyond the liver. In this perspective, recent progress is discussed in developing strategies for designing LNPs to deliver RNA to extrahepatic organs. Organ‐selective targeting capability is achieved by either altering the composition of the LNP formulation or chemically modifying the ionizable lipid component. Both approaches result in changes in the physicochemical properties of the LNPs, which subsequently alters the composition of the biomolecular corona that adsorbs onto its surface following administration. The biomolecular corona is a known mechanism that mediates organ‐selective LNP delivery. Furthermore, this perspective aims to provide an outlook on shaping the next‐generation LNP delivery platforms. Potential efforts include targeting specific cell types, improving the safety profile of LNPs, and developing strategies to overcome physiological barriers against organ‐specific delivery.