Abstract Cell size is believed to influence cell growth and metabolism. Consistently, several studies have revealed that large cells have lower mass accumulation rates per unit mass (i.e. growth efficiency) than intermediate sized cells in the same population. Size-dependent growth is commonly attributed to transport limitations, such as increased diffusion timescales and decreased surface-to-volume ratio. However, separating cell size and cell cycle dependent growth is challenging. To decouple and quantify cell size and cell cycle dependent growth effects we monitor growth efficiency of freely proliferating and cycling polyploid mouse lymphocytes with high resolution. To achieve this, we develop large-channel suspended microchannel resonators that allow us to monitor mass of single cells ranging from 40 pg (small diploid lymphocyte) to over 4000 pg, with a resolution ranging from ~1% to ~0.05%. We find that mass increases exponentially with respect to time in early cell cycle but transitions to linear dependence during late S and G2 stages. This growth behavior repeats with every endomitotic cycle as cells grow in to polyploidy. Overall, growth efficiency changes 29% due to cell cycle. In contrast, growth efficiency did not change due to cell size over a 100-fold increase in cell mass during polyploidization. Consistently, growth efficiency remained constant when cell cycle was arrested in G2. Thus, cell cycle is a primary determinant of growth efficiency and increasing cell size does not impose transport limitations that decrease growth efficiency in cultured mammalian cells. Significance statement Cell size is believed to influence cell behavior through limited transport efficiency in larger cells, which could decrease the growth rate of large cells. However, this has not been experimentally investigated due to a lack of non-invasive, high-precision growth quantification methods suitable for measuring large cells. Here, we have engineered large versions of microfluidic mass sensors called suspended microchannel resonators in order to study the growth of single mammalian cells that range 100-fold in mass. This revealed that the absolute size of a cell does not impose strict transport or other limitations that would inhibit growth. In contrast to cell size, however, cell cycle has a relatively large influence on growth and our measurements allow us to decouple and quantify the growth effects caused by cell cycle and cell size.

We introduce a microfluidic platform that enables single-cell mass and growth rate measurements upstream of single-cell RNA-sequencing (scRNA-seq) to generate paired single-cell biophysical and transcriptional data sets. Biophysical measurements are collected with a serial suspended microchannel resonator platform (sSMR) that utilizes automated fluidic state switching to load individual cells at fixed intervals, achieving a throughput of 120 cells per hour. Each single-cell is subsequently captured downstream for linked molecular analysis using an automated collection system. From linked measurements of a murine leukemia (L1210) and pro-B cell line (FL5.12), we identify gene expression signatures that correlate significantly with cell mass and growth rate. In particular, we find that both cell lines display a cell-cycle signature that correlates with cell mass, with early and late cell-cycle signatures significantly enriched amongst genes with negative and positive correlations with mass, respectively. FL5.12 cells also show a significant correlation between single-cell growth efficiency and a G1-S transition signature, providing additional transcriptional evidence for a phenomenon previously observed through biophysical measurements alone. Importantly, the throughput and speed of our platform allows for the characterization of phenotypes in dynamic cellular systems. As a proof-of-principle, we apply our system to characterize activated murine CD8+ T cells and uncover two unique features of CD8+ T cells as they become proliferative in response to activation: i) the level of coordination between cell cycle gene expression and cell mass increases, and ii) translation-related gene expression increases and shows a correlation with single-cell growth efficiency. Overall, our approach provides a new means of characterizing the transcriptional mechanisms of normal and dysfunctional cellular mass and growth rate regulation across a range of biological contexts.

SUMMARY Efforts to cure BCR::ABL1 B cell acute lymphoblastic leukemia (Ph+ ALL) solely through inhibition of ABL1 kinase activity have thus far been insufficient despite the availability of tyrosine kinase inhibitors (TKIs) with broad activity against resistance mutants. The mechanisms that drive persistence within minimal residual disease (MRD) remain poorly understood and therefore untargeted. Utilizing 13 patient-derived xenograft (PDX) models and clinical trial specimens of Ph+ ALL, we examined how genetic and transcriptional features co-evolve to drive progression during prolonged TKI response. Our work reveals a landscape of cooperative mutational and transcriptional escape mechanisms that differ from those causing resistance to first generation TKIs. By analyzing MRD during remission, we show that the same resistance mutation can either increase or decrease cellular fitness depending on transcriptional state. We further demonstrate that directly targeting transcriptional state-associated vulnerabilities at MRD can overcome BCR::ABL1 independence, suggesting a new paradigm for rationally eradicating MRD prior to relapse. Finally, we illustrate how cell mass measurements of leukemia cells can be used to rapidly monitor dominant transcriptional features of Ph+ ALL to help rationally guide therapeutic selection from low-input samples. HIGHLIGHTS Relapse after remission on TKI can harbor mutations in ABL1, RAS, or neither Mutations and development-like cell state dictate fitness in residual disease Co-targeting cell state and ABL1 markedly reduces MRD Biophysical measurements provide an integrative, rapid measurement of cell state

3132 Background: Despite progress in the development of HIPEC protocols for the treatment of peritoneal carcinomatosis, agent selection remains largely empiric with few biomarkers for guiding treatment. Ex vivo assessment of drug response using single-cell mass measurements offers a promising option for therapy selection. Previously, we have shown that mass response testing (MRT) is a malignancy- and drug-agnostic means of assessing drug response (1) and can predict a patient’s clinical response to therapy in a range of solid and hematological malignancies (2). Methods: Tissue specimens were collected from patients with peritoneal carcinomatosis as part of an ancillary study for a HIPEC clinical trial (NCT04847063) to explore the feasibility of performing MRT with these specimen types. Briefly, after overnight shipment of viable tumor tissue, tumor cells were isolated and treated with various therapies ex vivo. Single-cell mass distributions of vehicle and drug-treated populations were compared to determine the functional activity of each agent. Results: MRT was attempted for 60 patients with metastatic disease, 10 of whom had peritoneal carcinomatosis and ultimately received HIPEC. The HIPEC cases included histologies such as peritoneal mesothelioma (n=4), colorectal cancer (n=3), ovarian cancer (n=2), and small bowel adenocarcinoma (n=1). In total, 8 out of 10 peritoneal specimens had a sufficiently high tumor cell count, viability, and purity to perform MRT. These specimens displayed clear and statistically distinguishable mass response patterns of response and non-response to several different agents commonly used for HIPEC treatment such as cisplatin, oxaliplatin, doxorubicin, and mitomycin C. Study design:These feasibility results serve as the foundational data for launching a single-site phase II interventional study at the NCI’s Center for Cancer Research. The study will evaluate the potential benefit of personalized treatment regimens determined by MRT for patients with peritoneal carcinomatosis, particularly mesothelioma, a context where therapeutic options have relative equipoise in clinical efficacy. Tumor biopsies will be obtained via laparoscopy prior to HIPEC and submitted to a CLIA-certified lab for MRT to assess the responses of various clinically acceptable agents. The HIPEC regimen will be selected based on these MRT results returned within two days of sample collection. Enrolled patients will then undergo cytoreduction and HIPEC, and progression-free and overall survival will be monitored. As a single-arm, non-randomized trial, patient responses will be compared with a matched synthetic control to assess the impact of MRT on efficacy of HIPEC regimens. Conclusions: MRT is feasible for peritoneal carcinomatosis tissues, with future studies focusing on its role in guiding HIPEC treatment. 1. Nat Comm Bio,2022. 2. JCO PO, 2024. Clinical trial information: NCT04847063 .