We have proposed the “glucolipotoxicity” hypothesis in which elevated free fatty acids (FFAs) together with hyperglycemia are synergistic in causing islet β-cell damage because high glucose inhibits fat oxidation and consequently lipid detoxification. The effects of 1–2 d culture of both rat INS 832/13 cells and human islet β-cells were investigated in medium containing glucose (5, 11, 20 mm) in the presence or absence of various FFAs. A marked synergistic effect of elevated concentrations of glucose and saturated FFA (palmitate and stearate) on inducing β-cell death by apoptosis was found in both INS 832/13 and human islet β-cells. In comparison, linoleate (polyunsaturated) synergized only modestly with high glucose, whereas oleate (monounsaturated) was not toxic. Treating cells with the acyl-coenzyme A synthase inhibitor triacsin C, or the AMP kinase activators metformin and 5-aminoimidazole-4-carboxamide-1-β-d-ribofuranoside that redirect lipid partitioning to oxidation, curtailed glucolipotoxicity. In contrast, the fat oxidation inhibitor etomoxir, like glucose, markedly enhanced palmitate-induced cell death. The data indicate that FFAs must be metabolized to long chain fatty acyl-CoA to exert toxicity, the effect of which can be reduced by activating fatty acid oxidation. The results support the glucolipotoxicity hypothesis of β-cell failure proposing that elevated FFAs are particularly toxic in the context of hyperglycemia.

ABSTRACT Cyclin M (CNNM1-4) proteins maintain cellular and body magnesium (Mg 2+ ) homeostasis. Using various biochemical approaches, we have identified members of the CNNM family as direct interacting partners of ADP-ribosylation factor-like protein 15 (ARL15), a small GTP-binding protein. ARL15 interacts with CNNMs at their carboxyl-terminal conserved cystathionine-β-synthase (CBS) domains. In silico modeling of the interaction using the reported structures of both CNNM2 and ARL15 supports that the small GTPase specifically binds the CBS1 domain. Immunocytochemical experiments demonstrate that CNNM2 and ARL15 co-localize in the kidney, with both proteins showing subcellular localization in the Golgi-apparatus. Most importantly, we found that ARL15 is required for forming complex N-glycosylation of CNNMs. Overexpression of ARL15 promotes complex N-glycosylation of CNNM3. Mg 2+ uptake experiments with a stable isotope demonstrate that there is a significant increase of 25 Mg 2+ uptake upon knockdown of ARL15 in multiple kidney cancer cell lines. Altogether, our results establish ARL15 as a novel negative regulator of Mg 2+ transport by promoting the complex N-glycosylation of CNNMs.

Exonization is the evolutionary process of recruitment of new exonic regions from previously intronic regions. It is a major contributor to the increased complexity of alternative splicing. Here, we explore exonization mediated by the emergence of a novel cleavage-polyadenylation site in an intron. In Xenopus laevis, the tpm1 gene, which encodes muscular tropomyosin, contains alternative terminal exons. In adult muscles and embryonic hearts, exon 9A is joined to the terminal exon 9B. In embryonic somites, it is joined to the exonic region 9', which is transcribed from the intron immediately downstream of exon 9A. Consequently, exon 9A is either an internal exon when ligated to exon 9B, or a part of a terminal exon along with region 9'. We show here that region 9' is present only in amphibians and coelacanths. This suggests that it emerged in sarcopterygians and was lost in amniotes. We used antisense morpholino oligonucleotides to mask the regions of tpm1 pre-mRNA that potentially regulate the inclusion of exon 9A9'. This revealed that the definition of exon 9A9' relies on a weak cleavage-polyadenylation site and an intronic enhancer, but is independent of the 3' splice site. We demonstrate that RNAs containing exon 9B are toxic in somites. This may have contributed to the evolutionary pressure that led to the exonization of region 9' in sarcopterygians. These findings reveal the emergence of a novel cleavage-polyadenylation site that avoids the accumulation of a toxic RNA as a novel mechanism for exonization-mediated diversification of terminal exons.