Our understanding of Alzheimer's disease pathogenesis is currently limited by difficulties in obtaining live neurons from patients and the inability to model the sporadic form of the disease. It may be possible to overcome these challenges by reprogramming primary cells from patients into induced pluripotent stem cells (iPSCs). Here we reprogrammed primary fibroblasts from two patients with familial Alzheimer's disease, both caused by a duplication of the amyloid-β precursor protein gene (APP; termed APP(Dp)), two with sporadic Alzheimer's disease (termed sAD1, sAD2) and two non-demented control individuals into iPSC lines. Neurons from differentiated cultures were purified with fluorescence-activated cell sorting and characterized. Purified cultures contained more than 90% neurons, clustered with fetal brain messenger RNA samples by microarray criteria, and could form functional synaptic contacts. Virtually all cells exhibited normal electrophysiological activity. Relative to controls, iPSC-derived, purified neurons from the two APP(Dp) patients and patient sAD2 exhibited significantly higher levels of the pathological markers amyloid-β(1-40), phospho-tau(Thr 231) and active glycogen synthase kinase-3β (aGSK-3β). Neurons from APP(Dp) and sAD2 patients also accumulated large RAB5-positive early endosomes compared to controls. Treatment of purified neurons with β-secretase inhibitors, but not γ-secretase inhibitors, caused significant reductions in phospho-Tau(Thr 231) and aGSK-3β levels. These results suggest a direct relationship between APP proteolytic processing, but not amyloid-β, in GSK-3β activation and tau phosphorylation in human neurons. Additionally, we observed that neurons with the genome of one sAD patient exhibited the phenotypes seen in familial Alzheimer's disease samples. More generally, we demonstrate that iPSC technology can be used to observe phenotypes relevant to Alzheimer's disease, even though it can take decades for overt disease to manifest in patients.

Background Neural induction of human pluripotent stem cells often yields heterogeneous cell populations that can hamper quantitative and comparative analyses. There is a need for improved differentiation and enrichment procedures that generate highly pure populations of neural stem cells (NSC), glia and neurons. One way to address this problem is to identify cell-surface signatures that enable the isolation of these cell types from heterogeneous cell populations by fluorescence activated cell sorting (FACS). Methodology/Principal Findings We performed an unbiased FACS- and image-based immunophenotyping analysis using 190 antibodies to cell surface markers on naïve human embryonic stem cells (hESC) and cell derivatives from neural differentiation cultures. From this analysis we identified prospective cell surface signatures for the isolation of NSC, glia and neurons. We isolated a population of NSC that was CD184+/CD271−/CD44−/CD24+ from neural induction cultures of hESC and human induced pluripotent stem cells (hiPSC). Sorted NSC could be propagated for many passages and could differentiate to mixed cultures of neurons and glia in vitro and in vivo. A population of neurons that was CD184−/CD44−/CD15LOW/CD24+ and a population of glia that was CD184+/CD44+ were subsequently purified from cultures of differentiating NSC. Purified neurons were viable, expressed mature and subtype-specific neuronal markers, and could fire action potentials. Purified glia were mitotic and could mature to GFAP-expressing astrocytes in vitro and in vivo. Conclusions/Significance These findings illustrate the utility of immunophenotyping screens for the identification of cell surface signatures of neural cells derived from human pluripotent stem cells. These signatures can be used for isolating highly pure populations of viable NSC, glia and neurons by FACS. The methods described here will enable downstream studies that require consistent and defined neural cell populations.

Neurons in familial Alzheimer’s disease undergo dedifferentiation, resulting in loss of lineage state and degeneration.

Tauopathies are neurodegenerative diseases characterized by tau protein pathology in the nervous system. EIF2AK3 (eukaryotic translation initiation factor 2 alpha kinase 3), also known as PERK (protein kinase R-like endoplasmic reticulum kinase), was identified by genome-wide association study as a genetic risk factor in several tauopathies. PERK is a key regulator of the Unfolded Protein Response (UPR), an intracellular signal transduction mechanism that protects cells from endoplasmic reticulum (ER) stress. PERK variants had previously been identified in Wolcott-Rallison Syndrome, a rare autosomal recessive metabolic disorder, and these variants completely abrogated the function of PERK's kinase domain or prevented PERK expression. In contrast, the PERK tauopathy risk variants were distinct from the Wolcott-Rallison variants and introduced missense alterations throughout the PERK protein. The function of PERK tauopathy variants and their effects on neurodegeneration are unknown. Here, we discovered that tauopathy-associated PERK alleles showed reduced signaling activity and increased PERK protein turnover compared to protective PERK alleles. We found that iPSC-derived neurons carrying PERK risk alleles were highly vulnerable to ER stress-induced injury with increased tau pathology. We found that chemical inhibition of PERK in human iPSC-derived neurons also increased neuronal cell death in response to ER stress. Our results indicate that tauopathy-associated PERK alleles are functional hypomorphs during the UPR. We propose that reduced PERK function leads to neurodegeneration by increasing neuronal vulnerability to ER stress-associated damage. In this view, therapies to enhance PERK signaling would benefit at-risk carriers of hypomorphic alleles.

Abstract While amyloid‐β (Aβ) plaques are considered a hallmark of Alzheimer's disease, clinical trials focused on targeting gamma secretase, an enzyme involved in aberrant Aβ peptide production, have not led to amelioration of AD symptoms or synaptic dysregulation. Screening strategies based on mechanistic, multi‐omics approaches that go beyond pathological readouts can aid in the evaluation of therapeutics. Using early‐onset Alzheimer's (EOFAD) disease patient lineage PSEN1 A246E iPSC‐derived neurons, we performed RNA‐seq to characterize AD‐associated endotypes, which are in turn used as a screening evaluation metric for two gamma secretase drugs, the inhibitor Semagacestat and the modulator BPN‐15606. We demonstrate that drug treatment partially restores the neuronal state while concomitantly inhibiting cell cycle re‐entry and dedifferentiation endotypes to different degrees depending on the mechanism of gamma secretase engagement. Our endotype‐centric screening approach offers a new paradigm by which candidate AD therapeutics can be evaluated for their overall ability to reverse disease endotypes.

Abstract Early-Onset Familial Alzheimer’s Disease (EOFAD) is a dominantly inherited neurodegenerative disorder elicited by mutations in the PSEN1 , PSEN2 , and APP genes 1 . Hallmark pathological changes and symptoms observed, namely the accumulation of misfolded Amyloid-β (Aβ) in plaques and Tau aggregates in neurofibrillary tangles associated with memory loss and cognitive decline, are understood to be temporally accelerated manifestations of the more common sporadic Late-Onset Alzheimer’s Disease. The complete penetrance of EOFAD-causing mutations has allowed for experimental models which have proven integral to the overall understanding of AD 2 . However, the failure of pathology-targeting therapeutic development suggests that the formation of plaques and tangles may be symptomatic and not describe the etiology of the disease 3,4 . Here, we use an integrative, multi-omics approach and systems-level analysis in hiPSC-derived neurons to generate a mechanistic disease model for EOFAD. Using patient-specific cells from donors harboring mutations in PSEN1 differentiated into neurons, we characterize the disease-related gene expression and chromatin accessibility changes by RNA- Seq, ATAC-Seq, and histone methylation ChIP-Seq. We show that the defining disease-causing mechanism of EOFAD is dedifferentiation, primarily through the REST-mediated repression of neuronal lineage specification gene programs and the activation of non-specific germ layer precursor gene programs concomitant with modifications in chromatin accessibility. These gene signature profiles and changes in chromatin topology illustrate that EOFAD neurons traverse the chromatin landscape from an ectodermal origin to a mixed germ lineage state. Further, a reanalysis of existing transcriptomic data from PSEN1 patient brain samples demonstrates that the mechanisms identified in our experimental system recapitulate EOFAD in the human brain. Our results comprise a disease model which describes the mechanisms culminating in dedifferentiation that precede amyloid and tau pathology formation and engender neurodegeneration.

Abstract Background Early‐onset Alzheimer’s disease (EOAD) is a complex disease that occurs at an early age at onset (AAO) before 65 years, constituting 5‐6% of all AD cases and remains poorly understood. Patient‐derived induced pluripotent stem cells (iPSCs) have been used to model different forms of EOAD that display heterogeneous disease mechanisms. Method We examined iPSC‐derived neurons from both familial EOAD harboring mutations in PSEN1 A79V , PSEN2 N141I , and APP V717I and non‐familial EOAD patients at an early AAO. RNA‐seq for familial and non‐familial EOAD patients as well as ATAC‐seq for familial EOAD patients were carried out to characterize the gene expression and chromatin accessibility changes, respectively. Differential expression and enrichment analysis, TF activity identification, and co‐expression module detection were performed for familial EOAD RNA‐seq. Clustering and surrogate neuron marker classification were performed for non‐familial EOAD RNA‐seq. Differential peak analysis, TF motif footprinting and peak functional enrichment were performed for familial EOAD ATAC‐seq. Result Our approach allowed us to identify the correlation between gene expression and chromatin accessibility associated with key disease familial EOAD endotypes. We identified limitations with our non‐familial EOAD neuron model to study sporadic AD, providing evidence that these neurons present variation of differentiation across patient clones, patient variability and an immature culture state. Common endotypes were identified across three familial EOAD mutations such as dedifferentiation of a mature neuron to a less differentiated quasi‐neuron state and repression of mitochondrial function and metabolism. Integrative analysis allowed us to ascertain the master transcriptional regulators associated with these endotypes, including REST, ASCL1, and ZIC family members (activation), as well as NRF1 (repression). Our non‐familial EOAD study showed a modest difference in expression profiling and a limited number of differentially expressed genes (DEGs) between diseased and control subjects. Conclusion iPSC‐derived neurons demonstrated that familial EOAD mutations share common regulatory changes within endotypes with varying severity, leading to reversion to a less‐differentiated neuron state. Extending the usage of these neurons to non‐familial EOAD may not serve as ideal to study sporadic AD. Overall, we have demonstrated that human neuron modeling can be applied to different forms of EOAD to understand the disease etiology better.

Abstract Background PSEN1, PSEN2, and APP mutations cause Alzheimer’s disease (AD) with an early age at onset (AAO) and progressive cognitive decline. PSEN1 mutations are more common and generally have an earlier AAO; however, certain PSEN1 mutations cause a later AAO, similar to those observed in PSEN2 and APP . Methods We examined whether common disease endotypes exist across these mutations with a later AAO (~ 55 years) using hiPSC-derived neurons from familial Alzheimer’s disease (FAD) patients harboring mutations in PSEN1 A79V , PSEN2 N141I , and APP V717I and mechanistically characterized by integrating RNA-seq and ATAC-seq. Results We identified common disease endotypes, such as dedifferentiation, dysregulation of synaptic signaling, repression of mitochondrial function and metabolism, and inflammation. We ascertained the master transcriptional regulators associated with these endotypes, including REST, ASCL1, and ZIC family members (activation), and NRF1 (repression). Conclusions FAD mutations share common regulatory changes within endotypes with varying severity, resulting in reversion to a less-differentiated state. The regulatory mechanisms described offer potential targets for therapeutic interventions.