Abstract Circadian rhythms are maintained by a cell autonomous, transcriptional-translational feedback loop known as the molecular clock. While previous research suggests a role of the molecular clock in regulating skeletal muscle structure and function, no mechanisms have connected the molecular clock to sarcomere filaments. Utilizing inducible, skeletal muscle specific, Bmal1 knockout (iMS Bmal1 -/- ) mice, we showed that knocking out skeletal muscle clock function alters titin isoform expression using RNAseq, LC-MS, and SDS-VAGE. This alteration in titin’s spring length resulted in sarcomere length heterogeneity. We demonstrate the direct link between altered titin splicing and sarcomere length in vitro using U7 snRNPs that truncate the region of titin altered in iMS Bmal1 -/- muscle. We identified a mechanism whereby the skeletal muscle clock regulates titin isoform expression through transcriptional regulation of Rbm20 , a potent splicing regulator of titin. Lastly, we used an environmental model of circadian rhythm disruption and identified significant down-regulation of Rbm20 expression. Our findings demonstrate the importance of the skeletal muscle circadian clock in maintaining titin isoform through regulation of RBM20 expression. Because circadian rhythm disruption is a feature of many chronic diseases, our results highlight a novel pathway that could be targeted to maintain skeletal muscle structure and function in a range of pathologies.

Skeletal muscle comprises a family of diverse tissues with highly specialized morphology, function, and metabolism. Many acquired diseases, including HIV, COPD, cancer cachexia, critical illness myopathy, and sepsis, affect specific muscles while sparing others. Even monogenic muscular dystrophies tend to selectively affect certain muscle groups, despite their causative genetic mutations being present in all tissues. These observations suggest that factors intrinsic to muscle tissues influence their susceptibility to various disease mechanisms. Nevertheless, most studies have not addressed transcriptional diversity among skeletal muscles. Here we use unbiased RNA sequencing (RNA-seq) to profile global mRNA expression in a wide array of skeletal, smooth, and cardiac muscle tissues from mice and rats. Our data set, MuscleDB, reveals extensive transcriptional diversity, with greater than 50% of transcripts differentially expressed among skeletal muscle tissues. This diversity is only partly explained by fiber type composition and developmental history, suggesting that specialized transcriptional profiles establish the functional identity of muscle tissues. We find conservation in the transcriptional profiles across species as well as between males and females, indicating that these data may be useful in predicting gene expression in related species, such as humans. Notably, thousands of differentially expressed genes in skeletal muscle are associated with human disease, and hundreds of these genes encode targets of drugs on the market today. Related to this observation, we suggest a mechanistic explanation for how myotonic dystrophy induces weakness in the extensor digitorum longus (EDL) while sparing nearby muscles. These data may therefore provide the means by which muscle-specific sensitivity to disease may be unraveled. In addition, we detect hundreds of putative myokines that may underlie the endocrine functions of skeletal muscle. We anticipate that in conjunction with transcriptional modeling, this resource will catalyze more sophisticated tissue engineering of skeletal muscle to improve the efficacy of regenerative medicine.