Abstract Talin is a mechanosensitive component of adhesion complexes that directly couples integrins to the actin cytoskeleton. In response to force, talin undergoes switch-like behaviour of its multiple rod domains that modulate interactions with its binding partners. Cyclin-dependent kinase-1 (CDK1) is a key regulator of the cell cycle, exerting its effects through synchronised phosphorylation of a large number of protein targets. CDK1 activity also maintains adhesion during interphase, and its inhibition is a prerequisite for the tightly choreographed changes in cell shape and adhesiveness that are required for successful completion of mitosis. Using a combination of biochemical, structural and cell biological approaches, we demonstrate a direct interaction between talin and CDK1 that occurs at sites of integrin-mediated adhesion. Mutagenesis demonstrated that CDK1 contains a functional talin-binding LD motif, and the binding site within talin was pinpointed to helical bundle R8 through the use of recombinant fragments. Talin also contains a consensus CDK1 phosphorylation motif centred on S1589; a site that was phosphorylated by CDK1 in vitro . A phosphomimetic mutant of this site within talin lowered the binding affinity of KANK and weakened the mechanical response of the region, potentially altering downstream mechanotransduction pathways. The direct binding of the master cell cycle regulator, CDK1, to the primary integrin effector, talin, therefore provides a primordial solution for coupling the cell proliferation and cell adhesion machineries, and thereby enables microenvironmental control of cell division in multicellular organisms. Summary The direct binding of the master cell cycle regulator, CDK1, to the primary integrin effector, talin, provides a primordial solution for coupling the cell proliferation and cell adhesion machineries, and thereby enables microenvironmental control of cell division.

The HMP1-HMP2 protein complex, a counterpart of α -catenin– β -catenin complex in C. elegans, mediates the tension transmission between HMR1 (cadherin) and actin cytoskeleton and serves as a critical mechanosensor at the cell–cell adherens junction. The complex has been shown to play critical roles in embryonic development and tissue integrity in C. elegans. The complex is subject to tension due to internal actomyosin contractility and external mechanical micro-environmental perturbations. However, how tension regulates the stability and interaction of HMP1–HMP2 complex has yet to be investigated. Here, we directly quantify the mechanical stability of the full-length HMP1 and its force-bearing modulation domains (M1-M3), and show that they unfold within physiological level of tension (pico-newton scale). The inter-domain interactions within the modulation domain leads to strong mechanical stabilization of M1 in HMP1, resulting in a significantly stronger force threshold to expose the buried vinculin binding site compared to the M1 domain in α -catenins. Moreover, we also quantify the mechanical stability of the inter-molecular HMP1–HMP2 interface and show that it is mechanically stable enough to support the tension-transmission and tension-sensing of the HMP1 modulation domains. Further, we show that single-residue phosphomimetic mutation (Y69E) on HMP2 weakens the mechanical stability of the HMP1–HMP2 interface and thus weakens the force-transmission molecular linkage and the associated mechanosensing functions. Together, these results provide a mechano-biochemical understanding of C. elegans HMP1–HMP2 protein complex’s roles in mechanotransduction.

Metastasis accounts for approximately 90% of all cancer deaths, but current methods of metastasis prediction rely on genome-sequence datasets that may not account for the complexity of metastasis. Measuring cell-adhesion force greatly simplifies the system, however, current techniques are expensive and inefficient. This work tests the novel bead-pipette diagnostic to distinguish between control NIH3T3 cells and mutated RasV12 cells (metastasis model) based on cell adhesion strength. Control cells and RasV12 cells were evaluated with wound healing, spreading area, and focal adhesion (FA) analysis assays to test metastatic potential. Then the cells were tested for adhesion force by the novel bead-pipette assay, which uses a fibronectin-coated bead and a glass micropipette. The RasV12 cells showed faster migration, polarized cell shape, and smaller FA area than control cells. With this evidence of metastatic potential, the RasV12 cells also exerted higher adhesion forces than control cells. The RasV12 cells had metastatic potential compared to control. The novel force-quantification assay was able to measure forces that distinguished the RasV12 cells. In addition, this novel force-quantification technique allows for measurement of FA formation rate and is relatively cheap and accessible. In the future, it may develop as a drug or clinical screening trial for metastasis.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.