Background Platelet‐derived extracellular vesicles (EVs) participate, for example, in haemostasis, immunity and development. Most studies of platelet EVs have targeted microparticles, whereas exosomes and EV characterization under various conditions have been less analyzed. Studies have been hampered by the difficulty in obtaining EVs free from contaminating cells and platelet remnants. Therefore, we optimized an EV isolation protocol and compared the quantity and protein content of EVs induced by different agonists. Methods Platelets isolated with iodixanol gradient were activated by thrombin and collagen, lipopolysaccharide (LPS) or Ca 2+ ionophore. Microparticles and exosomes were isolated by differential centrifugations. EVs were quantitated by nanoparticle tracking analysis (NTA) and total protein. Size distributions were determined by NTA and electron microscopy. Proteomics was used to characterize the differentially induced EVs. Results The main EV populations were 100–250 nm and over 90% were <500 nm irrespective of the activation. However, activation pathways differentially regulated the quantity and the quality of EVs, which also formed constitutively. Thrombogenic activation was the most potent physiological EV‐generator. LPS was a weak inducer of EVs, which had a selective protein content from the thrombogenic EVs. Ca 2+ ionophore generated a large population of protein‐poor and unselectively packed EVs. By proteomic analysis, EVs were highly heterogeneous after the different activations and between the vesicle subpopulations. Conclusions Although platelets constitutively release EVs, vesiculation can be increased, and the activation pathway determines the number and the cargo of the formed EVs. These activation‐dependent variations render the use of protein content in sample normalization invalid. Since most platelet EVs are 100–250 nm, only a fraction has been analyzed by previously used methods, for example, flow cytometry. As the EV subpopulations could not be distinguished and large vesicle populations may be lost by differential centrifugation, novel methods are required for the isolation and the differentiation of all EVs.

ABSTRACT Beside the isolation and identification of MHC-I restricted peptides from the surface of cancer cells, one of the challenges is eliciting an effective anti-tumor CD8+ T cell mediated response as part of therapeutic cancer vaccine. Therefore, the establishment of a solid pipeline for the downstream selection of clinically relevant peptides and the subsequent creation of therapeutic cancer vaccines are of utmost importance. Indeed, the use of peptides for eliciting specific anti-tumor adaptive immunity is hindered by two main limitations: the efficient selection of the most optimal candidate peptides and the use of a highly immunogenic platform to combine with the peptides to induce effective tumor-specific adaptive immune responses. Here, we describe for the first time a streamlined pipeline for the generation of personalized cancer vaccines starting from the isolation and selection of the most immunogenic peptide candidates expressed on the tumor cells and ending in the generation of efficient therapeutic oncolytic cancer vaccines. This immunopeptidomics-based pipeline was carefully validated in a murine colon tumor model CT26. Specifically, we used state-of-the-art immunoprecipitation and mass spectrometric methodologies to isolate >8000 peptide targets from the CT26 tumor cell line. The selection of the target candidates was then based on two separate approaches: RNAseq analysis and the HEX software. The latter is a tool previously developed by Chiaro et al. (1), able to identify tumor antigens similar to pathogen antigens, in order to exploit molecular mimicry and tumor pathogen cross-reactive T-cells in cancer vaccine development. The generated list of candidates (twenty-six in total) was further tested in a functional characterization assay using interferon-γ ELISpot (Enzyme-Linked Immunospot), reducing the number of candidates to six. These peptides were then tested in our previously described oncolytic cancer vaccine platform PeptiCRAd, a vaccine platform that combines an immunogenic oncolytic adenovirus (OAd) coated with tumor antigen peptides. In our work, PeptiCRAd was successfully used for the treatment of mice bearing CT26, controlling the primary malignant lesion and most importantly a secondary, non-treated, cancer lesion. These results confirmed the feasibility of applying the described pipeline for the selection of peptide candidates and generation of therapeutic oncolytic cancer vaccine, filling a gap in the field of cancer immunotherapy, and paving the way to translate our pipeline into human therapeutic approach.

Low oxygen tension (PO 2 ), characterizes the tissue environment of tumors. The colorectal tumor line Colo205, grown under reduced oxygen tension expresses a novel αDβ1 integrin, which forms a cell surface complex with hemoglobin δ. This resulted in high local affinity for oxygen, which increased cell adhesion as compared with cells grown under normal oxygen tension. Staining with antibodies to the integrin αD polypeptide and hemoglobin δ, and transfection with cDNAs for GFP-hemoglobin δ and mCherry-αD, showed co-localization of αD and hemoglobin δ. Antibodies to αD and β1 integrins, an RGD peptide, and an αDβ1 binding peptide from hemoglobin δ, blocked the αDβ1-hemoglobin interaction and lowered oxygen consumption. Downregulation of integrin αD or hemoglobin δ expression inhibited cell proliferation in hypoxia. The very frequent expression of complexes between αDβ1 and hemoglobin δ on the cell surface offers potential diagnostic and therapeutic targets in colorectal cancer.