Thermodynamic parameters for double strand formation have been measured for the sixteen double helices of the sequence dCA3XA3G·dCT3YT3G, with each of the bases A, C, G and T at the positions labelled X and Y. The results are analyzed in terms of nearest-neighbors and are compared with thermodynamic parameters for RNA secondary structure. At room temperature the sequence -A-A--T•-T•- is more stable than -A-A--U•-U•- and is similar in stability to -A-C--T•-G•- , -C-A--G•-T•- , -A-G--T•-C•- , -G-A--C•-T•- ; -A-T--T•-A•- and -T-A--A•-T•- are least stable. At higher temperatures the sequences containing a G·C base pair become more stable than those containing only A·T. All molecules containing mismatches are destabilized with respect to those with only Watson-Crick pairing, but there is a wide range of destabilization. At room temperature the most stable mismatches are those containing guanine (G·T, G·C, G·A); the least stable contain cytosine (C·A, C·C). At higher temperatures pyrimidine-pyrimidine mismatches become the least stable.

MicroRNAs (miRNAs) are small, noncoding RNAs that mediate post-transcriptional downregulation of specific target genes. These transcripts are the products of a two-step processing pathway; primary miRNAs (pri-miRNAs) are processed by Drosha into individual precursor miRNA (pre-miRNA) hairpins, which are subsequently processed by Dicer into mature miRNAs. Single nucleotide polymorphisms (SNPs) that occur in pri-miRNAs, pre-miRNAs and mature miRNAs have been shown to affect the processing of specific target genes by modulating Drosha and Dicer processing or interactions with RNA binding proteins (RBPs). Using NMR and single-molecule optical tweezer experiments, we have investigated the conformational effects of a cancer-linked G/A mutation in the terminal loop of pri-miR-30c RNA, and how this influences binding by the SRSF3 and hnRNP A1 RBPs, which are implicated in its processing. Our results reveal that the wildtype and G/A variant pri-miR-30c RNAs adopt very similar elongated stem-loop structures, both of which are bound by SRSF3. However, while both wildtype and G/A pri-miR-30c RNAs can form dimeric kissing hairpin structures, the G to A mutation results in partial destabilization of the dimer in the variant transcript. This promotes recognition and binding by hnRNP A1, an RBP that enhances pri-miR-30c processing. Our data provide structural insight into the conformational effects of a G/A mutation in pri-miR-30c RNA and how this could affect processing and promote cancer.

The crystal structures of six complexes between aminoglycoside antibiotics (neamine, gentamicin C1A, kanamycin A, ribostamycin, lividomycin A and neomycin B) and oligonucleotides containing the decoding A site of bacterial ribosomes are reported at resolutions between 2.2 and 3.0 Å. Although the number of contacts between the RNA and the aminoglycosides varies between 20 and 31, up to eight direct hydrogen bonds between rings I and II of the neamine moiety are conserved in the observed complexes. The puckered sugar ring I is inserted into the A site helix by stacking against G1491 and forms a pseudo base pair with two H-bonds to the Watson–Crick sites of the universally conserved A1408. This central interaction helps to maintain A1492 and A1493 in a bulged-out conformation. All these structures of the minimal A site RNA complexed to various aminoglycosides display crystal packings with intermolecular contacts between the bulging A1492 and A1493 and the shallow/minor groove of Watson–Crick pairs in a neighbouring helix. In one crystal, one empty A site is observed. In two crystals, two aminoglycosides are bound to the same A site with one bound specifically and the other bound in various ways in the deep/major groove at the edge of the A sites.

Journal Article Base pairing involving deoxyinosine: implications for probe design Get access Francis H. Martin, Francis H. Martin Amgen1900 Oak Terrace Lane, Thousand Oaks, CA 91320, USA Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar Miguel M. Castro, Miguel M. Castro Amgen1900 Oak Terrace Lane, Thousand Oaks, CA 91320, USA * Present address: OCS Labs, 101 E. McKinney Street, Demon, TX 76202, USA Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar Fareed Aboul-ela, Fareed Aboul-ela Department of Chemistry and Laboratory of Chemical Biodynamics, University of CaliforniaBerkeley, CA 94720, USA Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar Ignacio Tinoco, Jr. Ignacio Tinoco, Jr. Department of Chemistry and Laboratory of Chemical Biodynamics, University of CaliforniaBerkeley, CA 94720, USA Search for other works by this author on: Oxford Academic PubMed Google Scholar Nucleic Acids Research, Volume 13, Issue 24, 20 December 1985, Pages 8927–8938, https://doi.org/10.1093/nar/13.24.8927 Published: 20 December 1985 Article history Received: 19 September 1985 Revision received: 11 November 1985 Accepted: 14 November 1985 Published: 20 December 1985

The realization that non protein-coding RNA (ncRNA) is implicated in an increasing number of cellular processes, many related to human disease, makes it imperative to understand and predict RNA folding. RNA secondary structure prediction is more tractable than tertiary structure or protein structure. Yet insights into RNA structure-function relationships are complicated by coupling between RNA folding and ligand binding. Here, we introduce a simple statistical mechanical formalism to calculate perturbations to equilibrium secondary structure conformational distributions for RNA, in the presence of bound cognate ligands. For the first time, this formalism incorporates a key factor in coupling ligand binding to RNA conformation: the differential affinity of the ligand for a range of RNA-folding intermediates. We apply the approach to the SAM-I riboswitch, for which binding data is available for analogs of intermediate secondary structure conformers. Calculations of equilibrium secondary structure distributions during the transcriptional "decision window" predict subtle shifts due to the ligand, rather than an on/off switch. The results suggest how ligand perturbation can release a kinetic block to the formation of a terminator hairpin in the full-length riboswitch. Such predictions identify aspects of folding that are most affected by ligand binding, and can readily be compared with experiment.