Abstract Identifying genetic biomarkers of synthetic lethal drug sensitivity effects provides one approach to the development of targeted cancer therapies. Mutations in ARID1A represent one of the most common molecular alterations in human cancer, but therapeutic approaches that target these defects are not yet clinically available. We demonstrate that defects in ARID1A sensitize tumour cells to clinical inhibitors of the DNA damage checkpoint kinase, ATR, both in vitro and in vivo . Mechanistically, ARID1A deficiency results in topoisomerase 2A and cell cycle defects, which cause an increased reliance on ATR checkpoint activity. In ARID1A mutant tumour cells, inhibition of ATR triggers premature mitotic entry, genomic instability and apoptosis. The data presented here provide the pre-clinical and mechanistic rationale for assessing ARID1A defects as a biomarker of single-agent ATR inhibitor response and represents a novel synthetic lethal approach to targeting tumour cells.

To identify approaches to target DNA repair vulnerabilities in cancer, we discovered nanomolar potent, selective, low molecular weight (MW), allosteric inhibitors of the polymerase function of DNA polymerase Polθ, including ART558. ART558 inhibits the major Polθ-mediated DNA repair process, Theta-Mediated End Joining, without targeting Non-Homologous End Joining. In addition, ART558 elicits DNA damage and synthetic lethality in BRCA1- or BRCA2-mutant tumour cells and enhances the effects of a PARP inhibitor. Genetic perturbation screening revealed that defects in the 53BP1/Shieldin complex, which cause PARP inhibitor resistance, result in in vitro and in vivo sensitivity to small molecule Polθ polymerase inhibitors. Mechanistically, ART558 increases biomarkers of single-stranded DNA and synthetic lethality in 53BP1-defective cells whilst the inhibition of DNA nucleases that promote end-resection reversed these effects, implicating these in the synthetic lethal mechanism-of-action. Taken together, these observations describe a drug class that elicits BRCA-gene synthetic lethality and PARP inhibitor synergy, as well as targeting a biomarker-defined mechanism of PARPi-resistance.

Continuing recalcitrance to therapy cements pancreatic cancer (PC) as the most lethal malignancy, which is set to become the second leading cause of cancer death in our society. We interrogated the transcriptome, genome, proteome and functional characteristics of 61 novel PC patient-derived cell lines to define novel therapeutic strategies targeting the DNA damage response (DDR) and replication stress. We show that patient-derived cell lines faithfully recapitulate the epithelial component of pancreatic tumors including previously described molecular subtypes. Biomarkers of DDR deficiency, including a novel signature of homologous recombination deficiency, co-segregates with response to platinum and PARP inhibitor therapy in vitro and in vivo. We generated a novel signature of replication stress with potential clinical utility in predicting response to ATR and WEE1 inhibitor treatment. Replication stress and DDR deficiency are independent of each other, creating opportunities for therapy in DDR proficient PC, and post-platinum therapy.

Abstract The PSMC3IP-MND1 heterodimer promotes RAD51 and DMC1-dependent D-loop formation during meiosis in yeast and mammalian organisms. For this purpose, it catalyzes the DNA strand exchange activities of the recombinases. Interestingly, in a panel of genome-scale CRISPR-Cas9 mutagenesis and interference screens in mitotic cells, we found that depletion of either PSMC3IP or MND1 caused sensitivity to clinical Poly (ADP-Ribose) Polymerase inhibitors (PARPi). A retroviral mutagenesis screen in mitotic cells also identified PSMC3IP and MND1 as genetic determinants of ionizing radiation sensitivity. The role PSMC3IP and MND1 play in preventing PARPi sensitivity in mitotic cells appears to be independent of a previously described role in alternative lengthening of telomeres (ALT). PSMC3IP or MND1 depleted cells accumulate toxic RAD51 foci in response to DNA damage, show impaired homology-directed DNA repair, and become PARPi sensitive, even in cells lacking both BRCA1 and TP53BP1 . Although replication fork reversal is also affected, the epistatic relationship between PSMC3IP-MND1 and BRCA1/BRCA2 suggests that the abrogated D-loop formation is the major cause of PARPi sensitivity. This is corroborated by the fact that a PSMC3IP p.Glu201del D-loop formation mutant associated with ovarian dysgenesis fails to reverse PARPi sensitivity. These observations suggest that meiotic proteins such as MND1 and PSMC3IP could have a greater role in mitotic cells in determining the response to therapeutic DNA damage.

1013 Background: Immunohistochemical subtyping of advanced breast cancer is critical to direct appropriate therapy. Yet, biopsy of recurrent cancer may not be technically possible, single-site tumour biopsies sample only a single metastasis and subtype may change through therapy. We developed a non-invasive blood test to subtype tumours based on circulating tumor DNA (ctDNA) methylation profiling. Methods: We interrogated TCGA-BRCA (level 3) methylation data from 783 tumours to identify regions with aberrant CpG methylation that differed between breast cancers and normal tissues, and between different breast cancer subtypes. A capture based enzymatic ctDNA based methylation profile was developed targeting 1257 differentially methylated regions (TWIST Methyl custom panel, TWIST Bioscience, panel size 0.4Mb). Plasma samples from patients with breast cancer, and healthy donors, were sequenced with the capture assay. A machine learning (ML) classifier was built to detect the presence of breast cancer, and a second classifier was built to discriminate ER positive v ER negative, and HER2 positive v HER2 negative from ctDNA methylation profiles. A 10-fold stratified nested cross-validation was used to assess classifier characteristics. Results: Plasma samples from 427 people (126 health donor, 27 early breast cancer patients and 291 metastatic breast cancer patients), along with 133 tumor tissue samples, were sequenced and a ML classifier built to detect the presence of breast cancer. In cross-validation, a random forest classifier yielded a median AUC of 0.996 (SD 0.020), with sensitivity of 94.9% at 99% specificity. A total of 231 ER positive and 63 ER negative plasma samples from patients were used for IHC ER status differentiation. In cross-validation a LGBM classifier yielded a median AUC of 0.928 (SD 0.051). Median sensitivity was 76.7% at specificity 86-99%. A total of 11% (25/231) ER positive and 8% (5/63) ER negative samples were misclassified. A total of 41 HER2 positive and 253 HER2 negative plasma samples were used for IHC HER2 status differentiation. In cross-validation a LGBM classifier yielded a median AUC of 0.934 (SD 0.075). Median sensitivity was 77.5% at specificity 85-92%, A total of 7% (3/41) HER-2 positive and 13% (33/253) HER2 negative samples were misclassified. In both IHC classifiers, subtype misclassifications were likely due to multiple concurrent BC tumours of differing IHC subtypes, biopsy proven subtype transitions and low purity. Effects of tumor purity on IHC-based classifiers will also be presented. Conclusions: Non-invasivemethylation based ctDNA subtyping can detect the presence of breast cancer, and discriminate IHC subtypes, with high accuracy. Further assessment is warranted to assess whether methylation-based subtyping has the potential to report IHC subtypes when repeat biopsy is not possible, detect subtype transitions and direct advanced breast cancer treatment.