The current study aimed to prove that human dental pulp stem cells (hDPSCs) isolated from the pulp of third molars can show multilineage differentiation after cryopreservation. First, hDPSC were isolated via enzymatic procedures, and frozen in liquid nitrogen until use. After defrosting, cells were analyzed for proliferative potential and the expression of the stem cell marker STRO-1. Subsequently, cells were cultured in neurogenic, osteogenic/odontogenic, adipogenic, myogenic, and chondrogenic inductive media, and analyzed on basis of morphology, immunohistochemistry, and reverse transcriptase-polymerase chain reaction (RT-PCR) for specific marker genes. All data were replicated, and the results of the primary cells were compared to similar tests with an additional primary dental pulp stem cell strain, obtained from the National Institutes of Health (NIH). Results showed that our cell population could be maintained for at least 25 passages. The existence of stem/ progenitor cells in both cell strains was proven by the STRO-1 staining. Under the influence of the 5 different media, both cell strains were capable to advance into all 5 differentiation pathways. Still differences between both strains were found. In general, our primary culture performed better in myogenic differentiation, while the externally obtained cells were superior in the odontogenic/osteogenic and chondrogenic differentiation pathways. In conclusion, the pulp tissue of the third molar may serve as a suitable source of multipotent stem cells for future tissue engineering strategies and cell-based therapies, even after cryopreservation.

The differences in morphological behaviour between fibroblasts cultured on smooth and nanogrooved substrata (groove depth: 5–350 nm, width: 20–1000 nm) have been evaluated in vitro. The aim of the study was to clarify to what extent cell guidance occurs on increasingly smaller topographies. Pattern templates were made using electron beam lithography, and were subsequently replicated in polystyrene cell culture material using solvent casting. The replicates were investigated with atomic force microscopy (AFM). After seeding with fibroblasts, morphological characteristics were investigated using scanning electron microscopy (SEM) and light microscopy, in order to obtain qualitative and quantitative information on cell alignment. AFM revealed that the nanogroove/ridge widths were replicated perfectly, although at deeper levels the grooves became more concave. The smooth substrata had no distinguishable pattern other than a roughness amplitude of 1 nm. Interestingly, microscopy and image analysis showed that fibroblast after 4 h had adjusted their shape according to nanotopographical features down to cut-off values of 100 nm width and 75 nm depth. After 24 h culturing time, fibroblasts would even align themselves on groove depths as shallow as 35 nm. It appears depth is the most essential parameter in cellular alignment on groove patterns with a pitch ratio of 1:1. On the smooth substrata, cells always spread out in a random fashion. Analysis of variance (ANOVA) demonstrated that both main parameters, topography and culturing time, were significant. We conclude that fibroblast cells cultured on nanotopography experience a threshold feature size of 35 nm, below this value contact guidance does no longer exist.

Abstract Osteons, the main organizational components of human compact bone, are cylindrical structures composed of layers of mineralized collagen fibrils, called lamellae. These lamellae have different orientations, different degrees of organization and different degrees of mineralization where the intrafibrillar and extrafibrillar mineral is intergrown into one continuous network of oriented crystals. While cellular activity is clearly the source of the organic matrix, recent in vitro studies call into question whether the cells are also involved in matrix mineralization, and suggest that this process could be simply driven by the interactions of the mineral with extracellular matrix. Through the remineralization of demineralized bone matrix, we demonstrate the complete multiscale reconstruction of the 3D structure and composition of the osteon without cellular involvement. We then explore this cell-free in vitro system as a realistic, functional model for the in situ investigation of matrix-controlled mineralization processes. Combined Raman and electron microscopy indicates that glycosaminoglycans play a more prominent role than generally assumed in the matrix-mineral interactions. Our experiments also show that the organization of the collagen is in part a result of its interaction with the developing mineral.