A method for CRISPR-based genome editing that harnesses cellular non-homologous end joining activity to achieve targeted DNA knock-in in non-dividing tissues. A current challenge in genome editing is achieving efficient targeted integration of transgenes in post-mitotic cells. These authors develop a method for CRISPR-based genome editing that harnesses the non-homologous-end-joining double-strand-break repair pathway to achieve targeted knock-in in dividing and non-dividing tissues. Although further development is needed to increase efficacy, the authors show the potential application of this method for targeted knock-in in post-mitotic neurons and other non-dividing tissues, and provide initial exploratory data on its potential application for disease correction in retinal pigment epithelium models. Targeted genome editing via engineered nucleases is an exciting area of biomedical research and holds potential for clinical applications. Despite rapid advances in the field, in vivo targeted transgene integration is still infeasible because current tools are inefficient1, especially for non-dividing cells, which compose most adult tissues. This poses a barrier for uncovering fundamental biological principles and developing treatments for a broad range of genetic disorders2. Based on clustered regularly interspaced short palindromic repeat/Cas9 (CRISPR/Cas9)3,4 technology, here we devise a homology-independent targeted integration (HITI) strategy, which allows for robust DNA knock-in in both dividing and non-dividing cells in vitro and, more importantly, in vivo (for example, in neurons of postnatal mammals). As a proof of concept of its therapeutic potential, we demonstrate the efficacy of HITI in improving visual function using a rat model of the retinal degeneration condition retinitis pigmentosa. The HITI method presented here establishes new avenues for basic research and targeted gene therapies.

Aging is the major risk factor for many human diseases. In vitro studies have demonstrated that cellular reprogramming to pluripotency reverses cellular age, but alteration of the aging process through reprogramming has not been directly demonstrated in vivo. Here, we report that partial reprogramming by short-term cyclic expression of Oct4, Sox2, Klf4, and c-Myc (OSKM) ameliorates cellular and physiological hallmarks of aging and prolongs lifespan in a mouse model of premature aging. Similarly, expression of OSKM in vivo improves recovery from metabolic disease and muscle injury in older wild-type mice. The amelioration of age-associated phenotypes by epigenetic remodeling during cellular reprogramming highlights the role of epigenetic dysregulation as a driver of mammalian aging. Establishing in vivo platforms to modulate age-associated epigenetic marks may provide further insights into the biology of aging.

Interspecies blastocyst complementation enables organ-specific enrichment of xenogenic pluripotent stem cell (PSC) derivatives. Here, we establish a versatile blastocyst complementation platform based on CRISPR-Cas9-mediated zygote genome editing and show enrichment of rat PSC-derivatives in several tissues of gene-edited organogenesis-disabled mice. Besides gaining insights into species evolution, embryogenesis, and human disease, interspecies blastocyst complementation might allow human organ generation in animals whose organ size, anatomy, and physiology are closer to humans. To date, however, whether human PSCs (hPSCs) can contribute to chimera formation in non-rodent species remains unknown. We systematically evaluate the chimeric competency of several types of hPSCs using a more diversified clade of mammals, the ungulates. We find that naïve hPSCs robustly engraft in both pig and cattle pre-implantation blastocysts but show limited contribution to post-implantation pig embryos. Instead, an intermediate hPSC type exhibits higher degree of chimerism and is able to generate differentiated progenies in post-implantation pig embryos.

Current genome-editing systems generally rely on inducing DNA double-strand breaks (DSBs). This may limit their utility in clinical therapies, as unwanted mutations caused by DSBs can have deleterious effects. CRISPR/Cas9 system has recently been repurposed to enable target gene activation, allowing regulation of endogenous gene expression without creating DSBs. However, in vivo implementation of this gain-of-function system has proven difficult. Here, we report a robust system for in vivo activation of endogenous target genes through trans-epigenetic remodeling. The system relies on recruitment of Cas9 and transcriptional activation complexes to target loci by modified single guide RNAs. As proof-of-concept, we used this technology to treat mouse models of diabetes, muscular dystrophy, and acute kidney disease. Results demonstrate that CRISPR/Cas9-mediated target gene activation can be achieved in vivo, leading to measurable phenotypes and amelioration of disease symptoms. This establishes new avenues for developing targeted epigenetic therapies against human diseases. VIDEO ABSTRACT.

Partial reprogramming by expression of reprogramming factors (Oct4, Sox2, Klf4 and c-Myc) for short periods of time restores a youthful epigenetic signature to aging cells and extends the life span of a premature aging mouse model. However, the effects of longer-term partial reprogramming in physiologically aging wild-type mice are unknown. Here, we performed various long-term partial reprogramming regimens, including different onset timings, during physiological aging. Long-term partial reprogramming lead to rejuvenating effects in different tissues, such as the kidney and skin, and at the organismal level; duration of the treatment determined the extent of the beneficial effects. The rejuvenating effects were associated with a reversion of the epigenetic clock and metabolic and transcriptomic changes, including reduced expression of genes involved in the inflammation, senescence and stress response pathways. Overall, our observations indicate that partial reprogramming protocols can be designed to be safe and effective in preventing age-related physiological changes. We further conclude that longer-term partial reprogramming regimens are more effective in delaying aging phenotypes than short-term reprogramming.

Interspecies chimera formation with human pluripotent stem cells (hPSCs) represents a necessary alternative to evaluate hPSC pluripotency in vivo and might constitute a promising strategy for various regenerative medicine applications, including the generation of organs and tissues for transplantation. Studies using mouse and pig embryos suggest that hPSCs do not robustly contribute to chimera formation in species evolutionarily distant to humans. We studied the chimeric competency of human extended pluripotent stem cells (hEPSCs) in cynomolgus monkey (Macaca fascicularis) embryos cultured ex vivo. We demonstrate that hEPSCs survived, proliferated, and generated several peri- and early post-implantation cell lineages inside monkey embryos. We also uncovered signaling events underlying interspecific crosstalk that may help shape the unique developmental trajectories of human and monkey cells within chimeric embryos. These results may help to better understand early human development and primate evolution and develop strategies to improve human chimerism in evolutionarily distant species.

Mammals have limited regenerative capacity, whereas some vertebrates, like fish and salamanders, are able to regenerate their organs efficiently. The regeneration in these species depends on cell dedifferentiation followed by proliferation. We generate a mouse model that enables the inducible expression of the four Yamanaka factors (Oct-3/4, Sox2, Klf4, and c-Myc, or 4F) specifically in hepatocytes. Transient in vivo 4F expression induces partial reprogramming of adult hepatocytes to a progenitor state and concomitantly increases cell proliferation. This is indicated by reduced expression of differentiated hepatic-lineage markers, an increase in markers of proliferation and chromatin modifiers, global changes in DNA accessibility, and an acquisition of liver stem and progenitor cell markers. Functionally, short-term expression of 4F enhances liver regenerative capacity through topoisomerase2-mediated partial reprogramming. Our results reveal that liver-specific 4F expression in vivo induces cellular plasticity and counteracts liver failure, suggesting that partial reprogramming may represent an avenue for enhancing tissue regeneration.

Abstract The SARS-CoV-2 pandemic made evident that we count with few coronavirus-fighting drugs. Here we aimed to identify a cost-effective antiviral with broad spectrum activity and high safety and tolerability profiles. We began elaborating a list of 116 drugs previously used to treat other pathologies or characterized in pre-clinical studies with potential to treat coronavirus infections. We next employed molecular modelling tools to rank the 44 most promising inhibitors and tested their efficacy as antivirals against a panel of α and β coronavirus, e.g., the HCoV-229E and SARS-CoV-2 viruses. Four drugs, OSW-1, U18666A, hydroxypropyl-β-cyclodextrin (HβCD) and phytol, showed antiviral activity against both HCoV-229E (in MRC5 cells) and SARS-CoV-2 (in Vero E6 cells). The mechanism of action of these compounds was studied by transmission electron microscopy (TEM) and by testing their capacity to inhibit the entry of SARS-CoV-2 pseudoviruses in ACE2-expressing HEK-293T cells. The entry was inhibited by HβCD and U18666A, yet only HβCD could inhibit SARS-CoV-2 replication in the pulmonary cells Calu-3. With these results and given that cyclodextrins are widely used for drug encapsulation and can be safely administered to humans, we further tested 6 native and modified cyclodextrins, which confirmed β-cyclodextrins as the most potent inhibitors of SARS-CoV-2 replication in Calu-3 cells. All accumulated data points to β-cyclodextrins as promising candidates to be used in the therapeutic treatments for SARS-CoV-2 and possibly other respiratory viruses.

Abstract Defect in the SMN1 gene causes spinal muscular atrophy (SMA), which shows loss of motor nerve cells, muscle weakness and atrophy. While current treatment strategies, including small molecules or viral vectors, have been reported to improve motor function and survival, an ultimate and long-term treatment to correct SMA endogenous mutations and improve its phenotypes is still highly challenging. We have previously developed a CRISPR-Cas9 based homology-independent targeted integration (HITI) strategy, which allowed for unidirectional DNA knock-in in both dividing and non-dividing cells in vivo . Here, we demonstrated its utility by correcting a SMA mutation in mice, and when combined with Smn1 cDNA supplementation show SMA long-term therapeutic benefits in mice. Our observations may provide new avenues for long term and efficient treatment of inherited diseases. Summary The Gene-DUET strategy by combining cDNA supplementation and genome editing was sufficient to ameliorate SMA phenotypes in mouse model in vivo .