Genetic modification of cell lines and primary cells is an expensive and cumbersome approach, often involving the use of viral vectors. Electroporation using square wave generating devices, like Lonza´s Nucleofector, is a widely used option, but the costs associated with the acquisition of electroporation kits and the transient transgene expression might hamper the utility of this methodology. In the present work we show that our in house developed buffers, termed Chicabuffers, can be efficiently used to electroporate cell lines and primary cells from murine and human origin. Using the Nucleofector II device, we electroporated 14 different cell lines and also primary cells, like mesenchymal stem cells and cord blood CD34+, providing optimized protocols for each of them. Moreover, when combined with Sleeping Beauty based transposon system, long-term transgene expression could be achieved in all types of cells tested. Transgene expression was stable and did not interfere with CD34+ differentiation to committed progenitors. We also show that these buffers can be used in CRISPR-mediated editing of PDCD1 gene locus in 293T and human peripheral blood mononuclear cells. The optimized protocols reported in this study provide a suitable and cost-effective platform for the genetic modification of cells, facilitating the widespread adoption of this technology.

Chimeric antigen receptor (CAR) T cell immunotherapy for the treatment of cancer is now an approved treatment for B cell malignancies. However, the use of viral vectors to provide long-term CAR expression is associated with high production costs and cumbersome quality controls, impacting the final cost of CAR T cell therapies. Nonviral integrative vectors, such as Sleeping Beauty (SB) transposons, provide an alternative to modify primary T cells. Therefore, we developed a protocol to expand SB-transfected 19BBζ CAR T cells using a lymphoblastoid cell line, and evaluated T cell phenotype as well as function along the T cell expansion. Electroporation of PBMCs with transposon plasmid decreased cell viability on day 1 but had a minor impact on the frequency of memory subpopulations when compared to mock condition. CAR+ lymphocytes showed increased proliferation compared to mock control and high cytotoxic activity towards CD19+ cells without significant differences in exhaustion markers expression. Moreover, CAR+ lymphocytes showed an increased frequency by the end of the stimulation cycle compared with day 1, suggesting that CAR expression confers a selective proliferation advantage. Immunodeficient NOD scid gamma chain knockout (NSG) mice engrafted with the human pre-B leukemic cell line RS4;11 and treated with 19BBζ CAR T cells showed improved overall survival when compared to mock T cells treated animals. The results showed that electroporation using the SB system is a simple and affordable method for inducing long-term CAR expression in T lymphocytes. Expansion of gene-modified T cells with the lymphoblastoid cell line provided up to 2 cycles of stimulations, generating effective T cells against leukemia in vitro and in vivo.

Recently approved by the FDA and European Medicines Agency, CAR-T cell therapy is a new treatment option for B-cell malignancies. Currently, CAR-T cells are manufactured in centralized facilities and face bottlenecks like complex scaling up, high costs, and logistic operations. These difficulties are mainly related to the use of viral vectors and the requirement to expand CAR-T cells to reach the therapeutic dose. In this paper, by using Sleeping Beauty-mediated genetic modification delivered by electroporation, we show that CAR-T cells can be generated and used without the need for ex vivo activation and expansion, consistent with a point-of-care (POC) approach. Our results show that minimally manipulated CAR-T cells are effective in vivo against RS4;11 leukemia cells engrafted in NSG mice even when inoculated after only 4 h of gene transfer. In an effort to better characterize the infused CAR-T cells, we show that 19BBz T lymphocytes infused after 24 h of electroporation (where CAR expression is already detectable) can improve the overall survival and reduce tumor burden in organs of mice engrafted with RS4;11 or Nalm-6 B cell leukemia. A side-by-side comparison of POC approach with a conventional 8-day expansion protocol using Transact beads demonstrated that both approaches have equivalent antitumor activity in vivo. Our data suggest that POC approach is a viable alternative for the generation and use of CAR-T cells, overcoming the limitations of current manufacturing protocols. Its use has the potential to expand CAR immunotherapy to a higher number of patients, especially in the context of low-income countries.

The concept of chimeric antigen receptors (CARs) as molecules able to redirect T lymphocytes toward tumor cells is currently being exploited in the field of cancer immunotherapy. Despite promising preliminary results, some clinical trials evidenced limitations for this technology that must be overcome for more extensive application of CARs in tumor immunotherapy. We describe here the fundaments of these molecules in terms of structure, function, possible targets and pre-clinical and clinical applications. We also discuss strategies that can potentially overcome the limitations seen so far, paving the road to a wider application of this exciting new technology.

Abstract Genetic modification of cell lines and primary cells is an expensive and cumbersome approach, often involving the use of viral vectors. Electroporation using square wave generating devices, like Lonza´s Nucleofector, is a widely used option, but the costs associated with the acquisition of electroporation kits and the transient transgene expression might hamper the utility of this methodology. In the present work we show that our in house developed buffers, termed Chicabuffers, can be efficiently used to electroporate cell lines and primary cells from murine and human origin. Using the Nucleofector II device, we electroporated 14 different cell lines and also primary cells, like mesenchymal stem cells and cord blood CD34+, providing optimized protocols for each of them. Moreover, when combined with Sleeping Beauty based transposon system, long-term transgene expression could be achieved in all types of cells tested. Transgene expression was stable and did not interfere with CD34+ differentiation to committed progenitors. We also show that these buffers can be used in CRISPR-mediated editing of PDCD1 gene locus in 293T and human peripheral blood mononuclear cells. The optimized protocols reported in this study provide a suitable and cost-effective platform for the genetic modification of cells, facilitating the widespread adoption of this technology.

The immunologic landscape of tumors has been continuously unveiled, providing a new look at the interactions between cancer cells and the immune system.Emerging tumor cells are constantly eliminated by the immune system, but some cells establish a long-term equilibrium phase leading to tumor immunoediting and, eventually, evasion.During this process, tumor cells tend to acquire more mutations.Bearing a high mutation burden leads to a greater number of neoantigens with the potential to initiate an immune response.Although many tumors evoke an immune response, tumor clearance by the immune system does not occur due to a suppressive tumor microenvironment.The mechanisms by which tumors achieve the ability to evade immunologic control vary.Understanding these differences is crucial for the improvement and application of new immune-based therapies.Much effort has been placed in developing in silico algorithms to predict tumor immunogenicity and to characterize the microenvironment via high-throughput sequencing and gene expression techniques.Each sequencing source, transcriptomics, and genomics yields a distinct level of data, helping to elucidate the tumor-based immune responses and guiding the fine-tuning of current and upcoming immune-based therapies.In this review, we explore some of the immunological concepts behind the new immunotherapies and the bioinformatic tools to study the immunological aspects of tumors, focusing on neoantigen determination and microenvironment deconvolution.We further discuss the immune-based therapies already in clinical use, those underway for future clinical application, the next steps in immunotherapy, and how the characterization of the tumor immune contexture can impact therapies aiming to promote or unleash immune-based tumor elimination.

Adoptive immunotherapy of cancer using T cells expressing chimeric antigen receptors (CARs) is now an approved treatment for non-Hodgkin lymphoma (NHL) and B cell acute lymphoblastic leukemia (B-ALL), inducing high response rates in patients. The infusion products are generated by using retro- or lentiviral transduction to induce CAR expression in T cells followed by an in vitro expansion protocol. However, use of viral vectors is cumbersome and is associated with increased costs due to the required high titers, replication-competent retrovirus (RCR) detection and production/use in a biosafety level 2 culture rooms, and additional quality control tests. Nonviral methods, like the Sleeping Beauty transposon system, can stably integrate in the genome of target cells and can be delivered using straightforward methods like electroporation. This chapter describes a protocol for T cell genetic modification using Sleeping Beauty transposon system and electroporation with the Lonza Nucleofector II device for the stable expression of CAR molecules in T lymphocytes.

Introduction: Inhibitory receptors such as PD-1, LAG-3 and CTLA-4 have gained special attention as potential targets for immunotherapy, since manipulation of negative signals mediated by these receptors may provide new therapeutic options for several diseases, as cancer.LAG-3 was described as a cell surface molecule interacting with MHC class II molecules.Identifying how proteins transduce the signal from these receptors has been a challenge but, once identified, these molecules can also be targets for novel therapeutics.In 2012, a method called BioID was developed based on the fusion of a protein of interest to a mutated biotin ligase (R118G), which has the ability to add biotin to molecules that are at 20 nm or less from the protein of interest.Once biotinylated, the proteins can be recovered and identified by mass spectrometry.Objective: To perform a screening of proteins interacting with LAG-3 through the BioID method.Methodology: chimeric antigen receptors (CARs) were constructed with the anti-CD20 scFv fused to the intracellular domains consisting of: Lag-3 WT, Lag-3 Kmut, Lag3 EPdel (deleted EP domain), all fused to the BirA domain, with further induction of expression in the HEK293T and Jurkat cell lines.Flow cytometry analysis will be performed to verify the CAR's expression in the cells, and immunofluorescence assay to analyze the localization of the CARs. Results:The CAR anti-CD20/Lag3 WT-BirA was electroporated in the HEK293T cells presenting 80% of expression.CARs Ep del and Kmut showed 39% and 41% of CAR expression.By immunofluorescence staining it was possible to observe the cytoplasmatic localization of the CARs.Analysis of the biotinylation pattern by Western blotting was performed for CAR anti-CD20/Lag3WT-BirA, and the expected ladder pattern of biotinylation was observed. Conclusion:The constructed CARs were expressed in the target cell lines leading to the expected biotinilated patterns.

Abstract Introduction: CD19-targeted CAR-T cell immunotherapy is now an approved treatment for B cell leukemias and lymphomas. Current protocols for producing CAR-T cells use viral vectors for genetic modification and take 12-15 days to expand sufficient numbers of T cells, constituting an important bottleneck for the widespread use of this therapy. The development of non-viral, plasmid-based systems like Sleeping Beauty (SB) transposons, coupled with the emergence of large scale, closed electroporation devices, present the opportunity of generating high numbers of CAR-T cells in a short period of time and transforming this in a point-of-care (POC) therapy. Methods and Results: In this work, mononuclear cells were isolated using Ficoll and electroporated using Nucleofector IIb electroporator combined with plasmids encoding 19BBz CAR (in the pT3 SB transposon backbone) and SB100x transposase. Cells were rested for 24h and used for in vitro and in vivo experiments. The phenotype was assessed by flow cytometry. The in vitro cytotoxicity assay was performed using Calcein-AM dye on target cells incubated with different ratios of effector cells. 8-12-week-old-female-NSG were injected iv. 5 × 106 RS4;11 GFP or 105 Nalm-6 GFP and after 3 days were treated with different doses of recently electroporated CAR-T cells. CAR expression on day 1 following electroporation ranged between 5-15% and in vitro cytotoxic activity against RS4;11 or Nalm-6 CD19+ B cell precursor leukemia lines was low or absent. NSG mice engrafted with RS4;11 and treated with 1 × 105 19BBz+ cells showed improved survival when compared to mice treated with mock electroporated cells. POC approach was also efficient against Nalm-6, where 19BBz+CAR-T cells (7 × 105 per mice) improved the survival of mice. In both models, decreased tumor burden in blood and spleen was observed in mice treated with 19BBz. Head to head comparison of 19BBz cells used in POC approach or expanded for 8-12 days in vitro showed similar antitumor activity in vivo against RS4;11 cells, leading to equivalent improvements in mice survival. Conclusion: In summary, we show that the POC strategy is a viable approach for the use of CAR-T cells, obviating the need for T cell expansion while having the potential to greatly decrease the total cost and time of CAR-T cell therapy manufacturing. Citation Format: Luiza Abdo, Luciana Rodrigues Barros, Mariana Saldanha Viegas, Luisa Vieira Marques, Priscila de Sousa Ferreira, Leonardo Chicaybam, Martín Hernán Bonamino. Development of CAR-T cell therapy for B-ALL using a point-of-care approach [abstract]. In: Proceedings of the Annual Meeting of the American Association for Cancer Research 2020; 2020 Apr 27-28 and Jun 22-24. Philadelphia (PA): AACR; Cancer Res 2020;80(16 Suppl):Abstract nr 3247.