Hydrazine is a model toxin that induces both hepatotoxic and neurotoxic effects in experimental animals. The direct biochemical effects of hydrazine in kidney, liver, and brain tissue were assessed in male Sprague−Dawley rats using magic angle spinning nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy. A single dose of hydrazine (90 mg/kg) resulted in changes to the biochemical composition of the liver after 24 h including an increase in triglycerides and β-alanine, together with a decrease in hepatic glycogen, glucose, choline, taurine, and trimethylamine-N-oxide (TMAO). From histopathology measurements of liver tissue, minimal to mild hepatocyte alteration was observed in all animals at 24 h. The NMR spectra of the renal cortex at 24 h after dosing were dominated by a marked increase in the tissue concentration of 2-aminoadipate (2-AA) and β-alanine, concomitant with depletions in TMAO, myo-inositol, choline, taurine, glutamate, and lysine. No alteration to the NMR spectral profile of the substantia nigra was observed after hydrazine administration, but perturbations to the relative concentrations of creatine, aspartate, myo-inositol, and N-acetyl aspartate were apparent in the hippocampus of hydrazine-treated animals at 24 h postdose. No overt signs of histopathological toxicity were observed in either the kidney or the brain regions examined. Elevated alanine levels were observed in all tissues indicative of a general inhibition of alanine transaminase activity. By 168 h postdose, NMR spectral profiles of treated rats appeared similar to those of matched controls for all tissue types indicative of recovery from toxic insult.

Summary DNA base damage is a major source of oncogenic mutations 1 . Such damage can produce strand-phased mutation patterns and multiallelic variation through the process of lesion segregation 2 . Here, we exploited these properties to reveal how strand-asymmetric processes, such as replication and transcription, shape DNA damage and repair. Despite distinct mechanisms of leading and lagging strand replication 3,4 , we observe identical fidelity and damage tolerance for both strands. For small DNA adducts, our results support a model in which the same translesion polymerase is recruited on-the-fly to both replication strands, starkly contrasting the strand asymmetric tolerance of bulky adducts 5 . We find that DNA damage tolerance is also common during transcription, where RNA-polymerases frequently bypass lesions without triggering repair. At multiple genomic scales, we show the pattern of DNA damage induced mutations is largely shaped by the influence of DNA accessibility on repair efficiency, rather than gradients of DNA damage. Finally, we reveal specific genomic conditions that can corrupt the fidelity of nucleotide excision repair and actively drive oncogenic mutagenesis. These results provide insight into how strand-asymmetric mechanisms underlie the formation, tolerance, and repair of DNA damage, thereby shaping cancer genome evolution.

Abstract DNA base damage is a major source of oncogenic mutations 1 . Such damage can produce strand-phased mutation patterns and multiallelic variation through the process of lesion segregation 2 . Here we exploited these properties to reveal how strand-asymmetric processes, such as replication and transcription, shape DNA damage and repair. Despite distinct mechanisms of leading and lagging strand replication 3,4 , we observe identical fidelity and damage tolerance for both strands. For small alkylation adducts of DNA, our results support a model in which the same translesion polymerase is recruited on-the-fly to both replication strands, starkly contrasting the strand asymmetric tolerance of bulky UV-induced adducts 5 . The accumulation of multiple distinct mutations at the site of persistent lesions provides the means to quantify the relative efficiency of repair processes genome wide and at single-base resolution. At multiple scales, we show DNA damage-induced mutations are largely shaped by the influence of DNA accessibility on repair efficiency, rather than gradients of DNA damage. Finally, we reveal specific genomic conditions that can actively drive oncogenic mutagenesis by corrupting the fidelity of nucleotide excision repair. These results provide insight into how strand-asymmetric mechanisms underlie the formation, tolerance and repair of DNA damage, thereby shaping cancer genome evolution.

Abstract Targeting early-stage lung cancer is vital to improve overall survival. We previously identified Toll-like receptor 2 (TLR2) as a regulator of oncogene-induced senescence (OIS) and the senescence-associated secretory phenotype (SASP), both key for tumor suppression. Here, we demonstrate that TLR2 is widely expressed in human lung tumor epithelium where it correlates with improved survival and clinical regression. Using genetically engineered mouse models of lung cancer we have shown that Tlr2 is a tumor suppressor in lung cancer initiation via regulation of proliferation and the SASP. The SASP is integral in the regulation of immune surveillance of premalignant cells, and we observe impaired myeloid derived immune surveillance following Tlr2 loss. Lastly, we show that administration of a synthetic Tlr2 agonist significantly reduces preinvasive lung tumor growth. Our data highlight an unexpected tumor surveillance pathway in early-stage lung cancer with therapeutic potential. Statement of significance Lung cancer is a major cancer of unmet need. This study identifies a novel tumor suppressor mechanism in lung cancer. Not only does this highlight a potential therapeutic target for early-stage disease but also multiple secreted candidate biomarkers that could be exploited to augment lung cancer screening approaches.