Genome Editing Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) function as part of an adaptive immune system in a range of prokaryotes: Invading phage and plasmid DNA is targeted for cleavage by complementary CRISPR RNAs (crRNAs) bound to a CRISPR-associated endonuclease (see the Perspective by van der Oost ). Cong et al. (p. 819 , published online 3 January) and Mali et al. (p. 823 , published online 3 January) adapted this defense system to function as a genome editing tool in eukaryotic cells.

A screen in human cells defines the targeting specificities of sgRNA:Cas9 and TAL-based transcriptional activators. Prokaryotic type II CRISPR-Cas systems can be adapted to enable targeted genome modifications across a range of eukaryotes1,2,3,4,5,6,7. Here we engineer this system to enable RNA-guided genome regulation in human cells by tethering transcriptional activation domains either directly to a nuclease-null Cas9 protein or to an aptamer-modified single guide RNA (sgRNA). Using this functionality we developed a transcriptional activation–based assay to determine the landscape of off-target binding of sgRNA:Cas9 complexes and compared it with the off-target activity of transcription activator–like (TALs) effectors8,9. Our results reveal that specificity profiles are sgRNA dependent, and that sgRNA:Cas9 complexes and 18-mer TAL effectors can potentially tolerate 1–3 and 1–2 target mismatches, respectively. By engineering a requirement for cooperativity through offset nicking for genome editing or through multiple synergistic sgRNAs for robust transcriptional activation, we suggest methods to mitigate off-target phenomena. Our results expand the versatility of the sgRNA:Cas9 tool and highlight the critical need to engineer improved specificity.

Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR) and CRISPR-associated (Cas) systems in bacteria and archaea use RNA-guided nuclease activity to provide adaptive immunity against invading foreign nucleic acids. Here, we report the use of type II bacterial CRISPR-Cas system in Saccharomyces cerevisiae for genome engineering. The CRISPR-Cas components, Cas9 gene and a designer genome targeting CRISPR guide RNA (gRNA), show robust and specific RNA-guided endonuclease activity at targeted endogenous genomic loci in yeast. Using constitutive Cas9 expression and a transient gRNA cassette, we show that targeted double-strand breaks can increase homologous recombination rates of single- and double-stranded oligonucleotide donors by 5-fold and 130-fold, respectively. In addition, co-transformation of a gRNA plasmid and a donor DNA in cells constitutively expressing Cas9 resulted in near 100% donor DNA recombination frequency. Our approach provides foundations for a simple and powerful genome engineering tool for site-specific mutagenesis and allelic replacement in yeast.

Transcripts Visualized in Situ Despite advances, current methods for single-cell sequencing are unable to resolve transcript location within the cell, so Lee et al. (p. 1360 , published online 27 February) developed a method of fluorescent in situ RNA sequencing (FISSEQ) that works in vivo to show messenger RNA localization within cells. The method amplifies complementary DNA targets by rolling circle amplification, and then in situ cross-linking locks amplicons to produce ample, highly localized templates for three-dimensional sequencing. The technique was tested in fibroblasts to reveal the differences between individual cells during wound repair.

CRISPR-Cas9 delivery by adeno-associated virus (AAV) holds promise for gene therapy but faces critical barriers on account of its potential immunogenicity and limited payload capacity. Here, we demonstrate genome engineering in postnatal mice using AAV-split-Cas9, a multifunctional platform customizable for genome editing, transcriptional regulation, and other previously impracticable applications of AAV-CRISPR-Cas9. We identify crucial parameters that impact efficacy and clinical translation of our platform, including viral biodistribution, editing efficiencies in various organs, antigenicity, immunological reactions, and physiological outcomes. These results reveal that AAV-CRISPR-Cas9 evokes host responses with distinct cellular and molecular signatures, but unlike alternative delivery methods, does not induce extensive cellular damage in vivo. Our study provides a foundation for developing effective genome therapeutics.

We report here homologous recombination (HR)-mediated gene targeting of two different genes in human iPS cells (hiPSCs) and human ES cells (hESCs). HR-mediated correction of a chromosomally integrated mutant GFP reporter gene reaches efficiencies of 0.14%–0.24% in both cell types transfected by donor DNA with plasmids expressing zinc finger nucleases (ZFNs). Engineered ZFNs that induce a sequence-specific double-strand break in the GFP gene enhanced HR-mediated correction by > 1400-fold without detectable alterations in stem cell karyotypes or pluripotency. Efficient HR-mediated insertional mutagenesis was also achieved at the endogenous PIG-A locus, with a > 200-fold enhancement by ZFNs targeted to that gene. Clonal PIG-A null hESCs and iPSCs with normal karyotypes were readily obtained. The phenotypic and biological defects were rescued by PIG-A transgene expression. Our study provides the first demonstration of HR-mediated gene targeting in hiPSCs and shows the power of ZFNs for inducing specific genetic modifications in hiPSCs, as well as hESCs.

To identify accessible and permissive human cell types for efficient derivation of induced pluripotent stem cells (iPSCs), we investigated epigenetic and gene expression signatures of multiple postnatal cell types such as fibroblasts and blood cells. Our analysis suggested that newborn cord blood (CB) and adult peripheral blood (PB) mononuclear cells (MNCs) display unique signatures that are closer to iPSCs and human embryonic stem cells (ESCs) than age-matched fibroblasts to iPSCs/ESCs, thus making blood MNCs an attractive cell choice for the generation of integration-free iPSCs. Using an improved EBNA1/OriP plasmid expressing 5 reprogramming factors, we demonstrated highly efficient reprogramming of briefly cultured blood MNCs. Within 14 days of one-time transfection by one plasmid, up to 1000 iPSC-like colonies per 2 million transfected CB MNCs were generated. The efficiency of deriving iPSCs from adult PB MNCs was approximately 50-fold lower, but could be enhanced by inclusion of a second EBNA1/OriP plasmid for transient expression of additional genes such as SV40 T antigen. The duration of obtaining bona fide iPSC colonies from adult PB MNCs was reduced to half (∼14 days) as compared to adult fibroblastic cells (28–30 days). More than 9 human iPSC lines derived from PB or CB blood cells are extensively characterized, including those from PB MNCs of an adult patient with sickle cell disease. They lack V(D)J DNA rearrangements and vector DNA after expansion for 10–12 passages. This facile method of generating integration-free human iPSCs from blood MNCs will accelerate their use in both research and future clinical applications.

Abstract We report here that butyrate, a naturally occurring fatty acid commonly used as a nutritional supplement and differentiation agent, greatly enhances the efficiency of induced pluripotent stem (iPS) cell derivation from human adult or fetal fibroblasts. After transient butyrate treatment, the iPS cell derivation efficiency is enhanced by 15- to 51-fold using either retroviral or piggyBac transposon vectors expressing 4 to 5 reprogramming genes. Butyrate stimulation is more remarkable (>100- to 200-fold) on reprogramming in the absence of either KLF4 or MYC transgene. Butyrate treatment did not negatively affect properties of iPS cell lines established by either 3 or 4 retroviral vectors or a single piggyBac DNA transposon vector. These characterized iPS cell lines, including those derived from an adult patient with sickle cell disease by either the piggyBac or retroviral vectors, show normal karyotypes and pluripotency. To gain insights into the underlying mechanisms of butyrate stimulation, we conducted genome-wide gene expression and promoter DNA methylation microarrays and other epigenetic analyses on established iPS cells and cells from intermediate stages of the reprogramming process. By days 6 to 12 during reprogramming, butyrate treatment enhanced histone H3 acetylation, promoter DNA demethylation, and the expression of endogenous pluripotency-associated genes, including DPPA2, whose overexpression partially substitutes for butyrate stimulation. Thus, butyrate as a cell permeable small molecule provides a simple tool to further investigate molecular mechanisms of cellular reprogramming. Moreover, butyrate stimulation provides an efficient method for reprogramming various human adult somatic cells, including cells from patients that are more refractory to reprogramming.

We developed an in vivo library-on-library methodology to simultaneously assess single guide RNA (sgRNA) activity across ∼1,400 genomic loci. Assaying across multiple human cell types and end-processing enzymes as well as two Cas9 orthologs, we unraveled underlying nucleotide sequence and epigenetic parameters. Our results and software (http://crispr.med.harvard.edu/sgRNAScorer) enable improved design of reagents, shed light on mechanisms of genome targeting, and provide a generalizable framework to study nucleic acid-nucleic acid interactions and biochemistry in high throughput.