Early embryogenesis is driven by transcription factors (TFs) that first activate the zygotic genome and then specify the lineages constituting the blastocyst. While the TFs specifying the blastocyst’s lineages are well characterised, those playing earlier roles are ill-defined. Using mouse models of the TF Nr5a2 , we show that Nr5a2 -/- embryos arrest at the early morula stage and exhibit overt phenotypical problems such as altered lineage specification, frequent mitotic failure and substantial chromosome segregation defects. Transcriptomic profiling shows that NR5A2 is a master regulator required for appropriate expression of thousands of genes at the 8-cells stage, including lineage-specifying TFs and genes involved in mitosis, telomere maintenance and DNA repair. We conclude that NR5A2 coordinates proliferation, genome stability and lineage specification to ensure proper morula development.

The access of Transcription Factors (TFs) to their cognate DNA binding motifs requires a precise control over nucleosome posi-tioning. This is especially important following DNA replication and during mitosis, both resulting in profound changes in nu-cleosome organization over TF binding regions. Using mouse Embryonic Stem (ES) cells, we show that the TF CTCF displaces nucleosomes from its binding site and locally organizes large and phased nucleosomal arrays, not only in interphase steady-state but also immediately after replication and during mitosis. While regions bound by other TFs, such as Oct4 and Sox2, display major rearrangement, the post-replication and mitotic nucleosome organization activity of CTCF is not likely to be unique: Esrrb binding regions are also characterized by persistent nucleosome positioning. Therefore, we propose that selected TFs, such as CTCF and Esrrb, govern the inheritance of nucleosome positioning at gene regulatory regions through-out the ES cell-cycle.

Abstract At the kilo- to mega-base pair scales, eukaryotic genomes are partitioned into self-interacting modules or topologically associated domains (TADs) that associate to form nuclear compartments. Here, we combined high-content super-resolution microscopies with state-of-the-art DNA labeling methods to reveal the variability in the multiscale organization of the Drosophila genome. We found that association frequencies within TADs and between TAD borders are below ~10%, independently of TAD size, epigenetic state, or cell type. Critically, despite this large heterogeneity, we were able to visualize nanometer-sized epigenetic domains at the single-cell level. In addition, absolute contact frequencies within and between TADs were to a large extent defined by genomic distance, higher-order chromosome architecture, and epigenetic identity. We propose that TADs and compartments are organized by multiple, small frequency, yet specific interactions that are regulated by epigenetics and transcriptional state.

Shortly after cell division, a robust wave of hyper-transcription reactivates the genome 1-3 . This phenomenon is particularly pronounced in pluripotent cells 4 , which necessitate rapid transcrip-tome reactivation to maintain their undifferentiated state and prevent premature differentiation. While recent work has illuminated how specific groups of genes are reactivated 4-8 , the mechanisms enabling the global, efficient and accurate post-mitotic reactivation of the genome remain unknown. Here we elucidate the direct involvement of the MYC/MAX transcription factors in the post-mitotic reactivation of pluripotent mouse embryonic stem cells. While MYC undergoes extensive phosphorylation and largely dissociates from its DNA binding sites during mitosis, we report that MAX remains bound to its targets, preferentially at promoters, and facilitates early recruitment of MYC following mitosis. Through the application of MYC/MAX heterodimerization inhibitors, we demonstrate their indispensable role in sustaining hyper-transcription in ES cells, including during the critical transition from mitosis to G1 phase. Our findings uncover a novel role for MAX in mitotic book-marking, highlighting its pivotal role in post-mitotic MYC recruitment and the re-establishment of high global transcription levels. These findings hold significant implications for medically relevant contexts, particularly when cell proliferation is of paramount importance 9 . We anticipate that the study of mitotic bookmarking by MYC and MAX and of the effects of anticancer drugs targeting MYC/MAX interactions in such process 10-12 will be relevant for our understanding of cancer and its potential treatments.

The architecture of mammalian mitotic chromosomes is considered to be universal across species and cell types. However, some studies suggest that features of mitotic chromosomes might be cell type or species specific. We previously reported that CTCF binding in human differentiated cell lines is lost in mitosis, whereas mouse embryonic stem cells (mESC) display prominent binding at a subset of CTCF sites in mitosis. Here, we perform parallel footprint ATAC-seq data analyses of mESCs and somatic mouse and human cells to further explore these differences. We then investigate roles of mitotically bound (bookmarked) CTCF in prometaphase chromosome organization by Hi-C. We do not find any remaining interphase structures such as TADs or CTCF loops at mitotically bookmarked CTCF sites in mESCs. This suggests that mitotic loop extruders condensin I and II are not blocked by bound CTCF, and thus that any remaining CTCF binding does not alter mitotic chromosome folding. Lastly, we compare mitotic Hi-C data generated in this study in mouse with publicly available data from human and chicken cell lines. We do not find any cell type specific differences; however, we do find a difference between species. The average genomic size of mitotic loops is much smaller in chicken (200-350 kb), compared to human (500-750 kb) and mouse (1-2 mb). Interestingly, we find that this difference in loop size is correlated with the average genomic length of the q-arm in these species, a finding we confirm by microscopy measurements of chromosome compaction. This suggests that the dimensions of mitotic chromosomes can be modulated through control of sizes of loops generated by condensins to facilitate species-appropriate shortening of chromosome arms.

Transcription factor networks, together with histone modifications and signalling pathways, underlie the establishment and maintenance of gene regulatory architectures associated with the molecular identity of each cell type. However, how master transcription factors individually impact the epigenomic landscape and orchestrate the behaviour of regulatory networks under different environmental constraints is only very partially understood. Here, we show that the transcription factor Nanog deploys multiple distinct mechanisms to enhance embryonic stem cell self-renewal. In the presence of LIF, which fosters self-renewal, Nanog rewires the pluripotency network by promoting chromatin accessibility and binding of other pluripotency factors to thousands of enhancers. In the absence of LIF, Nanog blocks differentiation by sustaining H3K27me3, a repressive histone mark, at developmental regulators. Among those, we show that the repression of Otx2 plays a preponderant role. Our results underscore the versatility of master transcription factors, such as Nanog, to globally influence gene regulation during developmental processes.

Mitotic bookmarking transcription factors (BFs) maintain the capacity to bind to their targets during mitosis, despite major rearrangements of the chromatin. While they were thought to propagate gene regulatory information through mitosis by statically occupying their DNA targets, it has recently become clear that BFs are highly dynamic in mitotic cells. This represents both a technical and a conceptual challenge to study and understand the function of BFs: first, formaldehyde has been suggested to be unable to efficiently capture these transient interactions, leading to profound contradictions in the literature; second, if BFs are not permanently bound to their targets during mitosis, it becomes unclear how they convey regulatory information to daughter cells. Here, comparing formaldehyde to alternative fixatives we clarify the nature of the chromosomal association of previously proposed BFs in embryonic stem cells: while Esrrb can be considered as a canonical BF that binds at selected regulatory regions in mitosis, Sox2 and Oct4 establish DNA sequence independent interactions with the mitotic chromosomes, either throughout the chromosomal arms (Sox2) or at pericentromeric regions (Oct4). Moreover, we show that ordered nucleosomal arrays are retained during mitosis at Esrrb bookmarked sites, whereas regions losing transcription factor binding display a profound loss of order. By maintaining nucleosome positioning during mitosis, Esrrb might ensure the rapid post-mitotic re-establishment of functional regulatory complexes at selected enhancers and promoters. Our results provide a mechanistic framework that reconciles dynamic mitotic binding with the transmission of gene regulatory information across cell division.

Pioneer transcription factors (TF) bind nucleosome-embedded DNA motifs to activate new regulatory elements and promote differentiation. However, the complexity, binding dependencies and temporal effects of their action remain unclear. Here, we dissect how the pioneer TF GATA6 triggers Primitive Endoderm (PrE) differentiation from pluripotent cells. We show that transient GATA6 binding exploits accessible regions to decommission active enhancers and promote pluripotency gene silencing. Simultaneously, GATA6 targets closed chromatin and initiates an extensive remodeling culminating in the establishment of fragile nucleosomes flanked by ordered nucleosome arrays and increased accessibility. This is directly enhanced by rapidly expressed PrE TFs (SOX17) and by pluripotency TFs repurposed for differentiation (OCT4/SOX2). Furthermore, GATA6 mediates the replacement of essential nuclear receptors for PrE differentiation, from ESRRB to ESRRA. Therefore, pioneer TFs orchestrate a complex gene regulatory network involving many if not all available pioneer TFs, including those required to support the original identity of differentiating cells.