The molar absorption coefficient, ε, of a protein is usually based on concentrations measured by dry weight, nitrogen, or amino acid analysis. The studies reported here suggest that the Edelhoch method is the best method for measuring ε for a protein. (This method is described by Gill and von Hippel [1989, Anal Biochem 182:319–326] and is based on data from Edelhoch [1967, Biochemistry 6:1948–1954].) The absorbance of a protein at 280 nm depends on the content of Trp, Tyr, and cystine (disulfide bonds). The average ε values for these chromophores in a sample of 18 well-characterized proteins have been estimated, and the ε values in water, propanol, 6 M guanidine hydrochloride (GdnHCl), and 8 M urea have been measured. For Trp, the average ε values for the proteins are less than the ε values measured in any of the solvents. For Tyr, the average ε values for the proteins are intermediate between those measured in 6 M GdnHCl and those measured in propanol. Based on a sample of 116 measured ε values for 80 proteins, the ε at 280 nm of a folded protein in water, ε(280), can best be predicted with this equation ϵ(280) (M−1 cm−1) = (#Trp)(5,500) + (#Tyr)(1,490) + (#cystine)(125). These ε(280) values are quite reliable for proteins containing Trp residues, and less reliable for proteins that do not. However, the Edelhoch method is convenient and accurate, and the best approach is to measure rather than predict ε.

Abstract Denaturant m values, the dependence of the free energy of unfolding on denaturant concentration, have been collected for a large set of proteins. The m value correlates very strongly with the amount of protein surface exposed to solvent upon unfolding, with linear correlation coefficients of R = 0.84 for urea and R = 0.87 for guanidine hydrochloride. These correlations improve to R = 0.90 when the effect of disulfide bonds on the accessible area of the unfolded protein is included. A similar dependence on accessible surface area has been found previously for the heat capacity change (ΔC p ), which is confirmed here for our set of proteins. Denaturant m values and heat capacity changes also correlate well with each other. For proteins that undergo a simple two‐state unfolding mechanism, the amount of surface exposed to solvent upon unfolding is a main structural determinant for both m values and Δ C p .

The average globular protein contains 30% α-helix, the most common type of secondary structure. Some amino acids occur more frequently in α-helices than others; this tendency is known as helix propensity. Here we derive a helix propensity scale for solvent-exposed residues in the middle positions of α-helices. The scale is based on measurements of helix propensity in 11 systems, including both proteins and peptides. Alanine has the highest helix propensity, and, excluding proline, glycine has the lowest, ∼1 kcal/mol less favorable than alanine. Based on our analysis, the helix propensities of the amino acids are as follows (kcal/mol): Ala = 0, Leu = 0.21, Arg = 0.21, Met = 0.24, Lys = 0.26, Gln = 0.39, Glu = 0.40, Ile = 0.41, Trp = 0.49, Ser = 0.50, Tyr = 0.53, Phe = 0.54, Val = 0.61, His = 0.61, Asn = 0.65, Thr = 0.66, Cys = 0.68, Asp = 0.69, and Gly = 1.

Goat P-lactoglobulin was prepared from the milk of two Saanen goats by the procedure of Kalan and Basch (12).

We tabulated 541 measured pK values reported in the literature for the Asp, Glu, His, Cys, Tyr, and Lys side chains, and the C and N termini of 78 folded proteins. The majority of these values are for the Asp, Glu, and His side chains. The average pK values are Asp 3.5 +/- 1.2 (139); Glu 4.2 +/- 0.9 (153); His 6.6 +/- 1.0 (131); Cys 6.8 +/- 2.7 (25); Tyr 10.3 +/- 1.2 (20); Lys 10.5 +/- 1.1 (35); C-terminus 3.3 +/- 0.8 (22) and N-terminus 7.7 +/- 0.5 (16). We compare these results with the measured pK values of these groups in alanine pentapeptides, and comment on our overall findings.

Ribonuclease T1 has two disulfide bonds linking cysteine residues 2-10 and 6-103. We have prepared a derivative of ribonuclease T1 in which one disulfide bond is broken and the cysteine residues carboxymethylated, (2-10)-RCM-T1, and three derivatives in which both disulfides are broken and the cysteine residues reduced, R-T1, carboxamidomethylated, RCAM-T1, or carboxymethylated, RCM-T1. The RNA hydrolyzing activity of these proteins has been measured, and urea and thermal denaturation studies have been used to determine conformational stability. The activity, melting temperature, and conformational stability of the proteins are: ribonuclease T1 (100%, 59.3 degrees C, 10.2 kcal/mol), (2-10)-RCM-T1 (86%, 53.3 degrees C, 6.8 kcal/mol), R-T1 (53%, 27.2 degrees C, 3.0 kcal/mol), RCAM-T1 (43%, 21.2 degrees C, 1.5 kcal/mol), and RCM-T1 (35%, 16.6 degrees C, 0.9 kcal/mol). Thus, the conformational stability is decreased by 3.4 kcal/mol when one disulfide bond is broken and by 7.2-9.3 kcal/mol when both disulfide bonds are broken. It is quite remarkable that RNase T1 can fold and function with both disulfide bonds broken and the cysteine residues carboxymethylated. The large decrease in the stability is due mainly to an increase in the conformational entropy of the unfolded protein which results when the constraints of the disulfide bonds on the flexibility are removed. We propose a new equation for predicting the effect of a cross-link on the conformational entropy of a protein: delta Sconf = -2.1 - (3/2)R 1n n, where n is the number of residues between the side chains which are cross-linked. This equation gives much better agreement with experimental results than other forms of this equation which have been used previously.

Abstract Our goal was to gain a better understanding of the contribution of the burial of polar groups and their hydrogen bonds to the conformational stability of proteins. We measured the change in stability, Δ(Δ G ), for a series of hydrogen bonding mutants in four proteins: villin headpiece subdomain (VHP) containing 36 residues, a surface protein from Borrelia burgdorferi (VlsE) containing 341 residues, and two proteins previously studied in our laboratory, ribonucleases Sa (RNase Sa) and T1 (RNase T1). Crystal structures were determined for three of the hydrogen bonding mutants of RNase Sa: S24A, Y51F, and T95A. The structures are very similar to wild type RNase Sa and the hydrogen bonding partners form intermolecular hydrogen bonds to water in all three mutants. We compare our results with previous studies of similar mutants in other proteins and reach the following conclusions. (1) Hydrogen bonds contribute favorably to protein stability. (2) The contribution of hydrogen bonds to protein stability is strongly context dependent. (3) Hydrogen bonds by side chains and peptide groups make similar contributions to protein stability. (4) Polar group burial can make a favorable contribution to protein stability even if the polar groups are not hydrogen bonded. (5) The contribution of hydrogen bonds to protein stability is similar for VHP, a small protein, and VlsE, a large protein.

Our goal was to gain a better understanding of the contribution of hydrophobic interactions to protein stability. We measured the change in conformational stability, Δ(ΔG), for hydrophobic mutants of four proteins: villin headpiece subdomain (VHP) with 36 residues, a surface protein from Borrelia burgdorferi (VlsE) with 341 residues, and two proteins previously studied in our laboratory, ribonucleases Sa and T1. We compared our results with those of previous studies and reached the following conclusions: (1) Hydrophobic interactions contribute less to the stability of a small protein, VHP (0.6 ± 0.3 kcal/mol per –CH2– group), than to the stability of a large protein, VlsE (1.6 ± 0.3 kcal/mol per –CH2– group). (2) Hydrophobic interactions make the major contribution to the stability of VHP (40 kcal/mol) and the major contributors are (in kilocalories per mole) Phe18 (3.9), Met13 (3.1), Phe7 (2.9), Phe11 (2.7), and Leu21 (2.7). (3) Based on the Δ(ΔG) values for 148 hydrophobic mutants in 13 proteins, burying a –CH2– group on folding contributes, on average, 1.1 ± 0.5 kcal/mol to protein stability. (4) The experimental Δ(ΔG) values for aliphatic side chains (Ala, Val, Ile, and Leu) are in good agreement with their ΔGtr values from water to cyclohexane. (5) For 22 proteins with 36 to 534 residues, hydrophobic interactions contribute 60 ± 4% and hydrogen bonds contribute 40 ± 4% to protein stability. (6) Conformational entropy contributes about 2.4 kcal/mol per residue to protein instability. The globular conformation of proteins is stabilized predominantly by hydrophobic interactions.

Abstract We have used potentiometric titrations to measure the pK values of the ionizable groups of proteins in alanine pentapeptides with appropriately blocked termini. These pentapeptides provide an improved model for the pK values of the ionizable groups in proteins. Our pK values determined in 0.1 M KCl at 25°C are: 3.67±0.03 (α‐carboxyl), 3.67±0.04 (Asp), 4.25±0.05 (Glu), 6.54±0.04 (His), 8.00±0.03 (α‐amino), 8.55±0.03 (Cys), 9.84±0.11 (Tyr), and 10.40±0.08 (Lys). The pK values of some groups differ from the Nozaki and Tanford (N&T) pK values often used in the literature: Asp (3.67 this work vs. 4.0 N&T); His (6.54 this work vs. 6.3 N&T); α‐amino (8.00 this work vs. 7.5 N&T); Cys (8.55 this work vs. 9.5 N&T); and Tyr (9.84 this work vs. 9.6 N&T). Our pK values will be useful to those who study pK perturbations in folded and unfolded proteins, and to those who use theory to gain a better understanding of the factors that determine the pK values of the ionizable groups of proteins.