The diapsid lineage (birds) and synapsid lineage (mammals), share a suite of functionally similar characteristics (e.g., endothermy) that are considered to be a result of their convergent evolution, but the candidate selections leading to this convergent evolution are still under debates. Here, we used a newly developed molecular phyloecological approach to reconstruct the diel activity pattern of the common ancestors of living birds. Our results strongly suggest that they had adaptations to nocturnality during their early evolution, which is remarkably similar to that of ancestral mammals. Given their similar adaptation to nocturnality, we propose that the shared traits in birds and mammals may have evolved as a result of the convergent evolution of their early ancestors adapting to ecological factors (e.g., low ambient temperature) associated with nocturnality. Finally, a conceptually unifying ecological model on the evolution of endothermy in diverse organisms with an emphasis on low ambient temperature is proposed. We reason that endothermy may evolve as an adaptive strategy to enable organisms to effectively implement various life cycle activities under relatively low-temperature environments. In particular, a habitat shift from high-temperature to relatively low-temperature environments is identified as a common factor underlying the evolution of endothermy.

Visualizing the real-time dynamics of genome rearrangement in single living cells is core to studying genomics and diagnostics. Here, we report a robust, versatile approach named CRISPR Live-cell fluorescent in situ hybridization (LiveFISH) for multi-locus genome tracking and cytogenetic detection in a broad variety of cell types including primary cells. LiveFISH utilizes an intrinsic stability switch of CRISPR guide RNAs, which enables efficient and accurate detection of chromosomal disorders such as Patau Syndrome in prenatal amniotic fluid cells and allows multi-locus tracking in human T lymphocytes. Using LiveFISH, we are able to detect and track real-time spatiotemporal dynamics of non-homologous endogenous chromosome translocations induced by gene editing. This new approach enables FISH imaging in living primary cells, which can provide useful insights into the spatiotemporal changes of genome organization and rearrangements in normal and diseased primary cells and will enable fast cytogenetic visualization of various gene-editing associated chromosomal translocations.

An increasing number of preclinical and clinical studies are exploring the use of receptor-engineered cells that can respond to disease states for the treatment of cancer, infectious disease, autoimmunity, and regeneration. However, receptor-based cell therapies, including chimeric antigen receptor (CAR), face many critical issues including target recognition escape, adverse side effects, and lack of in vivo control. Drug-controllable receptors offer a promising solution to overcome these issues through precise in vivo tuning of cells via enhanced sensing and therapeutic efficacy. Here we develop a novel class of modular and tunable receptors, termed valency-controlled receptors (VCRs), which can leverage customized small molecules to mediate cell signaling strength via controlled spatial clustering. We first develop DNA origami activated VCRs to demonstrate that receptor valency is a core mechanism that modulates immune cell activation. We design a series of customized valency-control ligands (VCLs) by transforming small molecule drugs into a multivalency format and modularly fusing VCR onto the CAR architecture. We demonstrate that VCL induction allows enhanced target sensitivity of engineered cells. Using medicinal chemistry, we develop programmable bioavailable VCL drugs to demonstrate that the VCR system enables drug-induced highly potent responses towards low antigen cancers in vitro and in vivo . Valency controlled receptors and customizable drug ligands provide a new synthetic biology platform to precisely tune engineered cell therapeutic potency, which can address existing safety and efficacy barriers in cell therapy.

ABSTRACT Eukaryotic chromosomes feature large regions of compact, repressed heterochromatin hallmarked by Heterochromatin Protein 1 (HP1). HP1 proteins play multi-faceted roles in shaping heterochromatin, and in cells, HP1 tethering to individual gene promoters leads to epigenetic modifications and silencing. However, emergent properties of HP1 at supranucleosomal scales remain difficult to study in cells due to lack of appropriate tools. Here, we develop CRISPR-Engineered Chromatin Organization (EChO), combining live cell CRISPR imaging with inducible large-scale recruitment of chromatin proteins to native genomic targets. We demonstrate that human HP1α tiling across kilobase-scale genomic DNA forms novel contacts with natural heterochromatin, integrates two distantly targeted regions, and reversibly changes chromatin from a diffuse to compact state. The compact state exhibits delayed disassembly kinetics and represses transcription across over 600 kilobases. These findings support a polymer model of HP1α-mediated chromatin regulation and highlight the utility of CRISPR-EChO in studying supranucleosomal chromatin organization in living cells.

SUMMARY The severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is the third human coronavirus within 20 years that gave rise to a life-threatening disease and the first to reach pandemic spread. To make therapeutic headway against current and future coronaviruses, the biology of coronavirus RNA during infection must be precisely understood. Here, we present a robust and generalizable framework combining high-throughput confocal and super-resolution microscopy imaging to study coronavirus infection at the nanoscale. Employing the model human coronavirus HCoV-229E, we specifically labeled coronavirus genomic RNA (gRNA) and double-stranded RNA (dsRNA) via multicolor RNA-immunoFISH and visualized their localization patterns within the cell. The exquisite resolution of our approach uncovers a striking spatial organization of gRNA and dsRNA into three distinct structures and enables quantitative characterization of the status of the infection after antiviral drug treatment. Our approach provides a comprehensive framework that supports investigations of coronavirus fundamental biology and therapeutic effects.