Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2)—a new coronavirus that has led to a worldwide pandemic1—has a furin cleavage site (PRRAR) in its spike protein that is absent in other group-2B coronaviruses2. To explore whether the furin cleavage site contributes to infection and pathogenesis in this virus, we generated a mutant SARS-CoV-2 that lacks the furin cleavage site (ΔPRRA). Here we report that replicates of ΔPRRA SARS-CoV-2 had faster kinetics, improved fitness in Vero E6 cells and reduced spike protein processing, as compared to parental SARS-CoV-2. However, the ΔPRRA mutant had reduced replication in a human respiratory cell line and was attenuated in both hamster and K18-hACE2 transgenic mouse models of SARS-CoV-2 pathogenesis. Despite reduced disease, the ΔPRRA mutant conferred protection against rechallenge with the parental SARS-CoV-2. Importantly, the neutralization values of sera from patients with coronavirus disease 2019 (COVID-19) and monoclonal antibodies against the receptor-binding domain of SARS-CoV-2 were lower against the ΔPRRA mutant than against parental SARS-CoV-2, probably owing to an increased ratio of particles to plaque-forming units in infections with the former. Together, our results demonstrate a critical role for the furin cleavage site in infection with SARS-CoV-2 and highlight the importance of this site for evaluating the neutralization activities of antibodies. Experimental deletion of the furin cleavage site of the SARS-CoV-2 spike protein highlights an important role for this site in infection and the need to consider this site when evaluating the neutralization activities of antibodies.

Abstract The newly emerged SARS-CoV-2 Omicron BQ.1.1, XBB.1, and other sublineages have accumulated additional spike mutations that may affect vaccine effectiveness. Here we report neutralizing activities of three human serum panels collected from individuals 1-3 months after dose 4 of parental mRNA vaccine (post-dose-4), 1 month after a BA.5-bivalent-booster (BA.5-bivalent-booster), or 1 month after a BA.5-bivalent-booster with previous SARS-CoV-2 infection (BA.5-bivalent-booster-infection). Post-dose-4 sera neutralized USA-WA1/2020, BA.5, BF.7, BA.4.6, BA.2.75.2, BQ.1.1, and XBB.1 SARS-CoV-2 with geometric mean titers (GMTs) of 1533, 95, 69, 62, 26, 22, and 15, respectively; BA.5-bivalent-booster sera improved the GMTs to 3620, 298, 305, 183, 98, 73, and 35; BA.5-bivalent-booster-infection sera further increased the GMTs to 5776, 1558,1223, 744, 367, 267, and 103. Thus, although BA.5-bivalent-booster elicits better neutralization than parental vaccine, it does not produce robust neutralization against the newly emerged Omicron BA.2.75.2, BQ.1.1, and XBB.1. Previous infection enhances the magnitude and breadth of BA.5-bivalent-booster-elicited neutralization.

Abstract A high-throughput platform would greatly facilitate COVID-19 serological testing and antiviral screening. Here we report a nanoluciferase SARS-CoV-2 (SARS-CoV-2-Nluc) that is genetically stable and replicates similarly to the wild-type virus in cell culture. We demonstrate that the optimized reporter virus assay in Vero E6 cells can be used to measure neutralizing antibody activity in patient sera and produces results in concordance with a plaque reduction neutralization test (PRNT). Compared with the low-throughput PRNT (3 days), the SARS-CoV-2-Nluc assay has substantially shorter turnaround time (5 hours) with a high-throughput testing capacity. Thus, the assay can be readily deployed for large-scale vaccine evaluation and neutralizing antibody testing in humans. Additionally, we developed a high-throughput antiviral assay using SARS-CoV-2-Nluc infection of A549 cells expressing human ACE2 receptor (A549-hACE2). When tested against this reporter virus, remdesivir exhibited substantially more potent activity in A549-hACE2 cells compared to Vero E6 cells (EC 50 0.115 vs 1.28 μM), while this difference was not observed for chloroquine (EC 50 1.32 vs 3.52 μM), underscoring the importance of selecting appropriate cells for antiviral testing. Using the optimized SARS-CoV-2-Nluc assay, we evaluated a collection of approved and investigational antivirals and other anti-infective drugs. Nelfinavir, rupintrivir, and cobicistat were identified as the most selective inhibitors of SARS-CoV-2-Nluc (EC 50 0.77 to 2.74 μM). In contrast, most of the clinically approved antivirals, including tenofovir alafenamide, emtricitabine, sofosbuvir, ledipasvir, and velpatasvir were inactive at concentrations up to 10 μM. Collectively, this high-throughput platform represents a reliable tool for rapid neutralization testing and antiviral screening for SARS-CoV-2.

Since the initial emergence of SARS-CoV-2 Omicron BA.1, several Omicron sublineages have emerged, leading to BA.5 as the current dominant sublineage. Here we report the neutralization of different Omicron sublineages by human sera collected from individuals who had distinct mRNA vaccination and/or BA.1 infection. Four-dose-vaccine sera neutralize the original USA-WA1/2020, Omicron BA.1, BA.2, BA.212.1, BA.3, and BA.4/5 viruses with geometric mean titers (GMTs) of 1554, 357, 236, 236, 165, and 95, respectively; 2-dose-vaccine-plus-BA.1-infection sera exhibit GMTs of 2114, 1705, 730, 961, 813, and 274, respectively; and 3-dose-vaccine-plus-BA.1-infection sera show GMTs of 2962, 2038, 983, 1190, 1019, and 297, respectively. Thus, 4-dose-vaccine elicits the lowest neutralization against BA.5; 2-dose-vaccine-plus-BA.1-infection elicits significantly higher GMTs against Omicron sublineages than 4-dose-vaccine; and 3-dose-vaccine-plus-BA.1-infection elicits slightly higher GMTs (statistically insignificant) than the 2-dose-vaccine-plus-BA.1-infection. Finally, compared with BA.5, the newly emerged BA.2.75 is equally evasive of 4-dose-vaccine-elicited neutralization, but more susceptible to 3-dose-vaccine-plus-BA.1-infection-elicited neutralization.

Abstract The explosive spread of the Omicron SARS-CoV-2 variant underscores the importance of analyzing the cross-protection from previous non-Omicron infection. We developed a high-throughput neutralization assay for Omicron SARS-CoV-2 by engineering the Omicron spike gene into an mNeonGreen USA-WA1/2020 SARS-CoV-2 (isolated in January 2020). Using this assay, we determined the neutralization titers of patient sera collected at 1- or 6-months after infection with non-Omicron SARS-CoV-2. From 1- to 6-month post-infection, the neutralization titers against USA-WA1/2020 decreased from 601 to 142 (a 4.2-fold reduction), while the neutralization titers against Omicron-spike SARS-CoV-2 remained low at 38 and 32, respectively. Thus, at 1- and 6-months after non-Omicron SARS-CoV-2 infection, the neutralization titers against Omicron were 15.8- and 4.4-fold lower than those against USA-WA1/2020, respectively. The low cross-neutralization against Omicron from previous non-Omicron infection supports vaccination of formerly infected individuals to mitigate the health impact of the ongoing Omicron surge.

High-throughput genomics of SARS-CoV-2 is essential to characterize virus evolution and to identify adaptations that affect pathogenicity or transmission. While single-nucleotide variations (SNVs) are commonly considered as driving virus adaption, RNA recombination events that delete or insert nucleic acid sequences are also critical. Whole genome targeting sequencing of SARS-CoV-2 is typically achieved using pairs of primers to generate cDNA amplicons suitable for Next-Generation Sequencing (NGS). However, paired-primer approaches impose constraints on where primers can be designed, how many amplicons are synthesized and requires multiple PCR reactions with non-overlapping primer pools. This imparts sensitivity to underlying SNVs and fails to resolve RNA recombination junctions that are not flanked by primer pairs. To address these limitations, we have designed an approach called 'Tiled-ClickSeq', which uses hundreds of tiled-primers spaced evenly along the virus genome in a single reverse-transcription reaction. The other end of the cDNA amplicon is generated by azido-nucleotides that stochastically terminate cDNA synthesis, removing the need for a paired-primer. A sequencing adaptor containing a Unique Molecular Identifier (UMI) is appended to the cDNA fragment using click-chemistry and a PCR reaction generates a final NGS library. Tiled-ClickSeq provides complete genome coverage, including the 5'UTR, at high depth and specificity to the virus on both Illumina and Nanopore NGS platforms. Here, we analyze multiple SARS-CoV-2 isolates and clinical samples to simultaneously characterize minority variants, sub-genomic mRNAs (sgmRNAs), structural variants (SVs) and D-RNAs. Tiled-ClickSeq therefore provides a convenient and robust platform for SARS-CoV-2 genomics that captures the full range of RNA species in a single, simple assay.

Abstract Distinct SARS-CoV-2 Omicron sublineages have evolved showing increased fitness and immune evasion than the original Omicron variant BA.1. Here we report the neutralization activity of sera from BNT162b2 vaccinated individuals or unimmunized Omicron BA.1-infected individuals against Omicron sublineages and “Deltacron” variant (XD). BNT162b2 post-dose 3 immune sera neutralized USA-WA1/2020, Omicron BA.1-, BA.2-, BA.2.12.1-, BA.3-, BA.4/5-, and XD-spike SARS-CoV-2s with geometric mean titers (GMTs) of 1335, 393, 298, 315, 216, 103, and 301, respectively; thus, BA.4/5 SARS-CoV-2 spike variant showed the highest propensity to evade vaccine neutralization compared to the original Omicron variants BA.1. BA.1-convalescent sera neutralized USA-WA1/2020, BA.1-, BA.2-, BA.2.12.1-, BA.3-, BA.4/5-, and Deltacron-spike SARS-CoV-2s with GMTs of 15, 430, 110, 109, 102, 25, and 284, respectively. The low neutralization titers of vaccinated sera or convalescent sera from BA. 1 infected individuals against the emerging and rapidly spreading Omicron BA.4/5 variants provide important results for consideration in the selection of an updated vaccine in the current Omicron wave.

The rapid evolution of SARS-CoV-2 mandates a better understanding of cross-protection between variants after vaccination or infection, but studies directly evaluating such cross-protection are lacking. Here we report that immunization with different variant spikes elicits distinct neutralizing kinetics and magnitudes against other SARS-CoV-2 variants. After immunizing hamsters with wild-type or mutant SARS-CoV-2 bearing variant spikes from Alpha, Beta, Gamma, or Epsilon, the animals developed faster and greater neutralization activities against homologous SARS-CoV-2 variants than heterologous variants, including Delta. The rank of neutralizing titers against different heterologous variants varied, depending on the immunized variant spikes. The differences in neutralizing titers between homologous and heterologous variants were as large as 62-, 15-, and 9.7-fold at days 14, 28, and 45 post-immunization, respectively. Nevertheless, all immunized hamsters were protected from challenges with all SARS-CoV-2 variants, including those exhibiting the lowest neutralizing antibody titers. The results provide insights into the COVID-19 vaccine booster strategies.

Abstract The continuous emergence of SARS-CoV-2 variants with increased transmission and immune evasion has caused breakthrough infections in vaccinated population. It is important to determine the threshold of neutralizing antibody titers that permit breakthrough infections. Here we tested the neutralization titers of vaccinated patients who contracted Delta variant. All 75 patients with Delta breakthrough infections exhibited neutralization titers (NT 50 ) of less than 70. Among the breakthrough patients, 76%, 18.7%, and 5.3% of them had the NT 50 ranges of <20, 20-50, and 50-69, respectively. These clinical laboratory results have implications in vaccine strategy and public health policy.

We report a live-attenuated SARS-CoV-2 vaccine candidate with (i) re-engineered viral transcriptional regulator sequences and (ii) deleted open-reading-frames (ORF) 3, 6, 7, and 8 (Δ3678). The Δ3678 virus replicates about 7,500-fold lower than wild-type SARS-CoV-2 on primary human airway cultures, but restores its replication on interferon-deficient Vero-E6 cells that are approved for vaccine production. The Δ3678 virus is highly attenuated in both hamster and K18-hACE2 mouse models. A single-dose immunization of the Δ3678 virus protects hamsters from wild-type virus challenge and transmission. Among the deleted ORFs in the Δ3678 virus, ORF3a accounts for the most attenuation through antagonizing STAT1 phosphorylation during type-I interferon signaling. We also developed an mNeonGreen reporter Δ3678 virus for high-throughput neutralization and antiviral testing. Altogether, the results suggest that Δ3678 SARS-CoV-2 may serve as a live-attenuated vaccine candidate and a research tool for potential biosafety level-2 use.