Genomic diversity is difficult to generate in the laboratory in an efficient way. A new technique called MAGE (multiplex automated genome engineering), described here, simultaneously targets many locations on the chromosome for modification in a single cell or across a population of cells, thereby producing combinatorial genomic diversity. This is an automated and efficient approach that expedites the design and evolution of organisms with new and improved properties. Genomic diversity is difficult to generate in the laboratory in an efficient way. Here, multiplex automated genome engineering (MAGE) is described for large-scale programming and evolution of cells. It is an automated and efficient approach that expedites the design and evolution of organisms with new and improved properties. The breadth of genomic diversity found among organisms in nature allows populations to adapt to diverse environments1,2. However, genomic diversity is difficult to generate in the laboratory and new phenotypes do not easily arise on practical timescales3. Although in vitro and directed evolution methods4,5,6,7,8,9 have created genetic variants with usefully altered phenotypes, these methods are limited to laborious and serial manipulation of single genes and are not used for parallel and continuous directed evolution of gene networks or genomes. Here, we describe multiplex automated genome engineering (MAGE) for large-scale programming and evolution of cells. MAGE simultaneously targets many locations on the chromosome for modification in a single cell or across a population of cells, thus producing combinatorial genomic diversity. Because the process is cyclical and scalable, we constructed prototype devices that automate the MAGE technology to facilitate rapid and continuous generation of a diverse set of genetic changes (mismatches, insertions, deletions). We applied MAGE to optimize the 1-deoxy-d-xylulose-5-phosphate (DXP) biosynthesis pathway in Escherichia coli to overproduce the industrially important isoprenoid lycopene. Twenty-four genetic components in the DXP pathway were modified simultaneously using a complex pool of synthetic DNA, creating over 4.3 billion combinatorial genomic variants per day. We isolated variants with more than fivefold increase in lycopene production within 3 days, a significant improvement over existing metabolic engineering techniques. Our multiplex approach embraces engineering in the context of evolution by expediting the design and evolution of organisms with new and improved properties.

The B.1.1.529/Omicron variant of SARS-CoV-2 was only recently detected in southern Africa, but its subsequent spread has been extensive, both regionally and globally1. It is expected to become dominant in the coming weeks2, probably due to enhanced transmissibility. A striking feature of this variant is the large number of spike mutations3 that pose a threat to the efficacy of current COVID-19 vaccines and antibody therapies4. This concern is amplified by the findings of our study. Here we found that B.1.1.529 is markedly resistant to neutralization by serum not only from patients who recovered from COVID-19, but also from individuals who were vaccinated with one of the four widely used COVID-19 vaccines. Even serum from individuals who were vaccinated and received a booster dose of mRNA-based vaccines exhibited substantially diminished neutralizing activity against B.1.1.529. By evaluating a panel of monoclonal antibodies against all known epitope clusters on the spike protein, we noted that the activity of 17 out of the 19 antibodies tested were either abolished or impaired, including ones that are currently authorized or approved for use in patients. Moreover, we also identified four new spike mutations (S371L, N440K, G446S and Q493R) that confer greater antibody resistance on B.1.1.529. The Omicron variant presents a serious threat to many existing COVID-19 vaccines and therapies, compelling the development of new interventions that anticipate the evolutionary trajectory of SARS-CoV-2. The B.1.1.529/Omicron variant of SARS-CoV-2 is resistant to neutralization by serum not only from patients who recovered from COVID-19, but also from individuals vaccinated with one of the four widely used COVID-19 vaccines.

Changing the Code Easily and efficiently expanding the genetic code could provide tools to genome engineers with broad applications in medicine, energy, agriculture, and environmental safety. Lajoie et al. (p. 357 ) replaced all known UAG stop codons with synonymous UAA stop codons in Escherichia coli MG1655, as well as release factor 1 (RF1; terminates translation at UAG), thereby eliminating natural UAG translation function without impairing fitness. This made it possible to reassign UAG as a dedicated codon to genetically encode nonstandard amino acids while avoiding deleterious incorporation at native UAG positions. The engineered E. coli incorporated nonstandard amino acids into its proteins and showed enhanced resistance to bacteriophage T7. In a second paper, Lajoie et al. (p. 361 ) demonstrated the recoding of 13 codons in 42 highly expressed essential genes in E. coli. Codon usage was malleable, but synonymous codons occasionally were nonequivalent in unpredictable ways.

Abstract The identification of the Omicron (B.1.1.529.1 or BA.1) variant of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) in Botswana in November 2021 1 immediately caused concern owing to the number of alterations in the spike glycoprotein that could lead to antibody evasion. We 2 and others 3–6 recently reported results confirming such a concern. Continuing surveillance of the evolution of Omicron has since revealed the rise in prevalence of two sublineages, BA.1 with an R346K alteration (BA.1+R346K, also known as BA.1.1) and B.1.1.529.2 (BA.2), with the latter containing 8 unique spike alterations and lacking 13 spike alterations found in BA.1. Here we extended our studies to include antigenic characterization of these new sublineages. Polyclonal sera from patients infected by wild-type SARS-CoV-2 or recipients of current mRNA vaccines showed a substantial loss in neutralizing activity against both BA.1+R346K and BA.2, with drops comparable to that already reported for BA.1 (refs. 2,3,5,6 ). These findings indicate that these three sublineages of Omicron are antigenically equidistant from the wild-type SARS-CoV-2 and thus similarly threaten the efficacies of current vaccines. BA.2 also exhibited marked resistance to 17 of 19 neutralizing monoclonal antibodies tested, including S309 (sotrovimab) 7 , which had retained appreciable activity against BA.1 and BA.1+R346K (refs. 2–4,6 ). This finding shows that no authorized monoclonal antibody therapy could adequately cover all sublineages of the Omicron variant, except for the recently authorized LY-CoV1404 (bebtelovimab).

The BQ and XBB subvariants of SARS-CoV-2 Omicron are now rapidly expanding, possibly due to altered antibody evasion properties deriving from their additional spike mutations. Here, we report that neutralization of BQ.1, BQ.1.1, XBB, and XBB.1 by sera from vaccinees and infected persons was markedly impaired, including sera from individuals boosted with a WA1/BA.5 bivalent mRNA vaccine. Titers against BQ and XBB subvariants were lower by 13- to 81-fold and 66- to 155-fold, respectively, far beyond what had been observed to date. Monoclonal antibodies capable of neutralizing the original Omicron variant were largely inactive against these new subvariants, and the responsible individual spike mutations were identified. These subvariants were found to have similar ACE2-binding affinities as their predecessors. Together, our findings indicate that BQ and XBB subvariants present serious threats to current COVID-19 vaccines, render inactive all authorized antibodies, and may have gained dominance in the population because of their advantage in evading antibodies.

Template-mediated, genome construction and assembly created a strain with 80 precise codon changes.

Significance Metabolic exchange between microbes is a crucial process driving the development of microbial ecosystems. The exchange of essential amino acids presents an opportunity to investigate the guiding principles underlying microbial trade in nature. In this study, we devised synthetic communities of Escherichia coli bacteria of increasing complexity to measure general properties enabling metabolic exchange of amino acids. We identified numerous syntrophic interactions that enable cooperative growth, which exhibited both positive and negative epistasis with increasing community complexity. Our results suggest that amino acid auxotrophy may be an evolutionarily optimizing strategy to reduce biosynthetic burden while promoting cooperative interactions between different bacteria in the microbiome.

How intestinal microbes regulate metabolic syndrome is incompletely understood. We show that intestinal microbiota protects against development of obesity, metabolic syndrome, and pre-diabetic phenotypes by inducing commensal-specific Th17 cells. High-fat, high-sugar diet promoted metabolic disease by depleting Th17-inducing microbes, and recovery of commensal Th17 cells restored protection. Microbiota-induced Th17 cells afforded protection by regulating lipid absorption across intestinal epithelium in an IL-17-dependent manner. Diet-induced loss of protective Th17 cells was mediated by the presence of sugar. Eliminating sugar from high-fat diets protected mice from obesity and metabolic syndrome in a manner dependent on commensal-specific Th17 cells. Sugar and ILC3 promoted outgrowth of Faecalibaculum rodentium that displaced Th17-inducing microbiota. These results define dietary and microbiota factors posing risk for metabolic syndrome. They also define a microbiota-dependent mechanism for immuno-pathogenicity of dietary sugar and highlight an elaborate interaction between diet, microbiota, and intestinal immunity in regulation of metabolic disorders.

Abstract The Omicron (B.1.1.529) variant of SARS-CoV-2 (severe acute respiratory syndrome coronavirus 2) was only recently detected in southern Africa, but its subsequent spread has been extensive, both regionally and globally 1 . It is expected to become dominant in the coming weeks 2 , probably due to enhanced transmissibility. A striking feature of this variant is the large number of spike mutations 3 that pose a threat to the efficacy of current COVID-19 (coronavirus disease 2019) vaccines and antibody therapies 4 . This concern is amplified by the findings from our study. We found B.1.1.529 to be markedly resistant to neutralization by serum not only from convalescent patients, but also from individuals vaccinated with one of the four widely used COVID-19 vaccines. Even serum from persons vaccinated and boosted with mRNA-based vaccines exhibited substantially diminished neutralizing activity against B.1.1.529. By evaluating a panel of monoclonal antibodies to all known epitope clusters on the spike protein, we noted that the activity of 17 of the 19 antibodies tested were either abolished or impaired, including ones currently authorized or approved for use in patients. In addition, we also identified four new spike mutations (S371L, N440K, G446S, and Q493R) that confer greater antibody resistance to B.1.1.529. The Omicron variant presents a serious threat to many existing COVID-19 vaccines and therapies, compelling the development of new interventions that anticipate the evolutionary trajectory of SARS-CoV-2.

SUMMARY The SARS-CoV-2 Omicron variant continues to evolve, with new BQ and XBB subvariants now rapidly expanding in Europe/US and Asia, respectively. As these new subvariants have additional spike mutations, they may possess altered antibody evasion properties. Here, we report that neutralization of BQ.1, BQ.1.1, XBB, and XBB.1 by sera from vaccinees and infected persons was markedly impaired, including sera from individuals who were boosted with a WA1/BA.5 bivalent mRNA vaccine. Compared to the ancestral strain D614G, serum neutralizing titers against BQ and XBB subvariants were lower by 13-81-fold and 66-155-fold, respectively, far beyond what had been observed to date. A panel of monoclonal antibodies capable of neutralizing the original Omicron variant, including those with Emergency Use Authorization, were largely inactive against these new subvariants. The spike mutations that conferred antibody resistance were individually studied and structurally explained. Finally, the ACE2-binding affinities of the spike proteins of these novel subvariants were found to be similar to those of their predecessors. Taken together, our findings indicate that BQ and XBB subvariants present serious threats to the efficacy of current COVID-19 vaccines, render inactive all authorized monoclonal antibodies, and may have gained dominance in the population because of their advantage in evading antibodies.