Abstract Severe COVID-19 is characterized by persistent lung inflammation, inflammatory cytokine production, viral RNA, and sustained interferon (IFN) response all of which are recapitulated and required for pathology in the SARS-CoV-2 infected MISTRG6-hACE2 humanized mouse model of COVID-19 with a human immune system 1-20 . Blocking either viral replication with Remdesivir 21-23 or the downstream IFN stimulated cascade with anti-IFNAR2 in vivo in the chronic stages of disease attenuated the overactive immune-inflammatory response, especially inflammatory macrophages. Here, we show SARS-CoV-2 infection and replication in lung-resident human macrophages is a critical driver of disease. In response to infection mediated by CD16 and ACE2 receptors, human macrophages activate inflammasomes, release IL-1 and IL-18 and undergo pyroptosis thereby contributing to the hyperinflammatory state of the lungs. Inflammasome activation and its accompanying inflammatory response is necessary for lung inflammation, as inhibition of the NLRP3 inflammasome pathway reverses chronic lung pathology. Remarkably, this same blockade of inflammasome activation leads to the release of infectious virus by the infected macrophages. Thus, inflammasomes oppose host infection by SARS-CoV-2 by production of inflammatory cytokines and suicide by pyroptosis to prevent a productive viral cycle.

Abstract Neutrophil migration and activation are essential for defense against pathogens. However, this process may also lead to collateral tissue injury. We used microRNA overexpression as a platform and discovered protein-coding genes that regulate neutrophil migration. Here we show that miR-99 decreased the chemotaxis of zebrafish neutrophils and human neutrophil-like cells. In zebrafish neutrophils, miR-99 directly targets the transcriptional factor RAR-related orphan receptor alpha (roraa) . Inhibiting RORα, but not the closely related RORγ, reduced chemotaxis of zebrafish and primary human neutrophils without causing cell death, and increased susceptibility of zebrafish to bacterial infection. Expressing a dominant-negative form of Rorα or disrupting the roraa locus specifically in zebrafish neutrophils reduced cell migration. At the transcriptional level, RORα regulates transmembrane signaling receptor activity and protein phosphorylation pathways. Our results, therefore, reveal previously unknown functions of miR- 99 and RORα in regulating neutrophil migration and anti-microbial defense.

Neutrophils rely on glycolysis for energy production. How mitochondria regulate neutrophil function is not fully understood. Here, we report that mitochondrial outer membrane protein Mitofusin 2 (Mfn2) regulates neutrophil homeostasis in vivo. Mfn2 -deficient neutrophils are released from the hematopoietic tissue and trapped in the vasculature in zebrafish embryos. Human neutrophil-like cells deficient with MFN2 fail to arrest on activated endothelium under sheer stress or perform chemotaxis. Deletion of Mfn2 results in a significant reduction of neutrophil infiltration to the inflamed peritoneal cavity in mice. Mfn2, but not Mfn1, -null mouse embryonic fibroblast cells have altered actin structure and are impaired in wound closure. MFN2-deficient neutrophil-like cells display heightened intracellular calcium levels and Rac activation after chemokine stimulation. Mechanistically, MFN2 maintains mitochondria-ER interaction. Restoring mitochondria-ER tether rescues the chemotaxis defect and Rac activation resulted from MFN2 depletion. Finally, inhibition of Rac restores chemotaxis in MFN2-deficient neutrophils. Altogether, we identified that MFN2 regulates neutrophil migration via suppressing Rac activation and uncovered a previously unrecognized role of MFN2 in regulating the actin cytoskeleton.

Neutrophil migration is essential for inflammatory responses to kill pathogens, however it also causes tissue injury. To discover novel therapeutic targets that modulate neutrophil migration, we performed a neutrophil-specific microRNA overexpression screen in zebrafish, and identified eight microRNAs as potent suppressors of neutrophil migration. Among those, miR-199 decreases neutrophil chemotaxis in zebrafish and human neutrophil-like cells. Intriguingly, in terminally differentiated neutrophils, miR-199 alters the cell cycle-related pathways and directly suppresses cyclin-dependent kinase 2 (cdk2), whose known activity is restricted to cell cycle progression and cell differentiation. Inhibiting CDK2, but not DNA replication, disrupts cell polarity and chemotaxis of zebrafish neutrophils. Chemotaxis of primary human neutrophils are also reduced by CDK2 inhibition. Furthermore, miR-199 overexpression or CDK2 inhibition significantly improves the outcome of lethal systemic inflammation challenges in zebrafish. Together, our results reveal previously unknown functions of miR-199 and CDK2 in regulating neutrophil migration and provide new directions in alleviating systemic inflammation.

Neutrophil migration is essential for battling against infections but also drives chronic inflammation. Since primary neutrophils are terminally differentiated and not genetically tractable, leukemia cells such as HL-60 are differentiated into neutrophil-like cells to study mechanisms underlying neutrophil migration. However, constitutive overexpression or inhibition in this cell line does not allow the characterization of the genes that affect the differentiation process. Here we apply the tet-on system to induce the expression of zebrafish miR-722 in differentiated HL-60. Overexpression of miR-722 reduced the mRNA level of genes in the chemotaxis and inflammation pathways, including RAC2. Consistently, cell migration is significantly inhibited upon induced miR-722 overexpression. Together, miR-722 is an evolutionarily conserved suppressor for neutrophil migration and signaling in zebrafish and human.

Abstract Tissue-specific knockout techniques are widely applied in biological studies to probe the tissue-specific roles of specific genes in physiology, development, and disease. CRISPR/Cas9 is a widely used technology to perform fast and efficient genome editing in vitro and in vivo. Here, we report a robust CRISPR-based gateway system for tissue-specific gene inactivation in zebrafish. A transgenic fish line expressing Cas9 under the control of a neutrophil-restricted promoter was constructed. As proof of principle, we transiently disrupted rac2 or cdk2 in neutrophils using plasmids driving the expression of sgRNAs from U6 promoters. Loss of the rac2 or cdk2 gene in neutrophils resulted in significantly decreased cell motility, which could be restored by re-expressing Rac2 or Cdk2 in neutrophils in the corresponding knockout background. The subcellular location of Rac activation and actin structure and stress in the context of neutrophil migration was determined in both the wild-type and rac2 knockout neutrophils in vivo . In addition, we evaluated an alternative approach where the Cas9 protein is ubiquitously expressed while the sgRNA is processed by ribozymes and expressed in a neutrophil-restricted manner. Cell motility was also reduced upon rac2 sgRNA expression. Together, our work provides a potent tool that can be used to advance the utility of zebrafish in identification and characterization of gene functions in neutrophils.

Gasdermin D (GSDMD)-mediated macrophage pyroptosis plays a critical role in inflammation and host defense. Plasma membrane perforation elicited by caspase-cleaved GSDMD N-terminal domain (GSDMD-NT) triggers membrane rupture and subsequent pyroptotic cell death, resulting in release of pro-inflammatory IL-1β and IL-18. However, the biological processes leading to its membrane translocation and pore formation are not fully understood. Here, using a proteomics approach, we identified fatty acid synthase (FASN) as a GSDMD-binding partner and demonstrated that post-translational palmitoylation of GSDMD at Cys191/Cys192 (human/mouse) led to membrane translocation of GSDMD-NT but not full-length GSDMD. GSDMD lipidation, mediated by palmitoyl acyltransferases ZDHHC5/9 and facilitated by LPS-induced reactive oxygen species (ROS), was essential for GSDMD pore-forming activity and pyroptosis. Inhibition of GSDMD palmitoylation with palmitate analog 2-bromopalmitate or a cell permeable GSDMD-specific competing peptide suppressed pyroptosis and IL-1β release in macrophages, mitigated organ damage, and extended the survival of septic mice. Collectively, we establish GSDMD-NT palmitoylation as a key regulatory mechanism controlling GSDMD membrane localization and activation, providing a novel target for modulating immune activity in infectious and inflammatory diseases.LPS-induced palmitoylation at Cys191/Cys192 is required for GSDMD membrane translocation and its pore-forming activity in macrophages.

Abstract Innate immune suppression and high blood fatty acid levels are the pathological basis of multiple metabolic diseases. Neutrophil vacuolation is an indicator of the immune status of patients, which is associated with autophagy-dependent granule degradation. Vacuolated neutrophils are observed in ethanol toxicity and septicemia patients due to the changes in their blood constituents, but how about the neutrophils in nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD) patient is unknown. Here, we confirmed that an adhesion deficiency and an increased autophagy level existed in NAFLD neutrophils, and the three neutrophil granule subunits, namely, the azurophil granules, specific granules and gelatinase granules, could be engulfed by autophagosomes for degradation, and these autophagy-triggered granule degradation events were associated with vacuolation in palmitic acid (PA)-treated and NAFLD neutrophils. Concordantly, the adhesion-associated molecules CD11a, CD11b, CD18 and Rap1 on the three granule subunits were degraded during PA induced autophagy. Moreover, the cytosolic CD11a, CD11b, CD18 and Rap1 were targeted by Hsc70 and then delivered to lysosomal-like granules for degradation. Notably, in vitro and ex vivo , PA induced autophagy by inhibiting the p-PKCα/PKD2 pathway. Overall, we showed that high blood PA level inhibited the p-PKCα/PKD2 pathway to induce NAFLD neutrophil autophagy, which promoted the degradation of CD11a, CD11b, CD18 and Rap1 and further decreased the adhesion of neutrophils, thereby impairing the neutrophil function of NAFLD patients. This theory provides a new therapeutic strategy to improve the immune deficiency in NAFLD patients. Visual Abstract Key Points Vacuolation and adhesion deficiency of NAFLD neutrophils are associated with autophagy-dependent granule degradation PA inhibits p-PKCα/PKD2 to induce autophagy, which induces the degradation of CD11a, CD11b, CD18 and Rap1 and decreases neutrophil adhesion

Inflammasomes are multi-protein signalling scaffolds that assemble in response to invasive pathogens and sterile danger signals to activate inflammatory caspases (1/4/5/11), which trigger inflammatory death (pyroptosis) and processing and release of pro-inflammatory cytokines (1,2). Inflammasome activation contributes to many human diseases, including inflammatory bowel disease, gout, type II diabetes, cardiovascular disease, Alzheimer's disease, and sepsis, the often fatal response to systemic infection (3-6). The recent identification of the pore-forming protein gasdermin D (GSDMD) as the final pyroptosis executioner downstream of inflammasome activation presents an attractive drug target for these diseases (7-11). Here we show that disulfiram, a drug used to treat alcohol addiction (12), and Bay 11-7082, a previously identified NF-kappaB inhibitor (13), potently inhibit GSDMD pore formation in liposomes and inflammasome-mediated pyroptosis and IL-1beta secretion in human and mouse cells. Moreover, disulfiram, administered at a clinically well-tolerated dose, inhibits LPS-induced septic death and IL-1beta secretion in mice. Both compounds covalently modify a conserved Cys (Cys191 in human and Cys192 in mouse GSDMD) that is critical for pore formation (8,14). Inflammatory caspases employ Cys active sites, and many previously identified inhibitors of inflammatory mediators, including those against NLRP3 and NF-kappaB, covalently modify reactive cysteine residues (15). Since NLRP3 and noncanonical inflammasome activation are amplified by cellular oxidative stress (16-22), these redox-sensitive reactive cysteine residues may regulate inflammation endogenously, and compounds that covalently modify reactive cysteines may inhibit inflammation by acting at multiple steps. Indeed, both disulfiram and Bay 11-7082 also directly inhibit inflammatory caspases and pleiotropically suppress multiple processes in inflammation triggered by both canonical and noncanonical inflammasomes, including priming, puncta formation and caspase activation. Hence, cysteine-reactive compounds, despite their lack of specificity, may be attractive agents for reducing inflammation.