We introduce a method for optically imaging intracellular proteins at nanometer spatial resolution. Numerous sparse subsets of photoactivatable fluorescent protein molecules were activated, localized (to ∼2 to 25 nanometers), and then bleached. The aggregate position information from all subsets was then assembled into a superresolution image. We used this method—termed photoactivated localization microscopy—to image specific target proteins in thin sections of lysosomes and mitochondria; in fixed whole cells, we imaged vinculin at focal adhesions, actin within a lamellipodium, and the distribution of the retroviral protein Gag at the plasma membrane.

Cell adhesions to the extracellular matrix (ECM) are necessary for morphogenesis, immunity and wound healing. Focal adhesions are multifunctional organelles that mediate cell-ECM adhesion, force transmission, cytoskeletal regulation and signalling. Focal adhesions consist of a complex network of trans-plasma-membrane integrins and cytoplasmic proteins that form a <200-nm plaque linking the ECM to the actin cytoskeleton. The complexity of focal adhesion composition and dynamics implicate an intricate molecular machine. However, focal adhesion molecular architecture remains unknown. Here we used three-dimensional super-resolution fluorescence microscopy (interferometric photoactivated localization microscopy) to map nanoscale protein organization in focal adhesions. Our results reveal that integrins and actin are vertically separated by a ∼40-nm focal adhesion core region consisting of multiple protein-specific strata: a membrane-apposed integrin signalling layer containing integrin cytoplasmic tails, focal adhesion kinase and paxillin; an intermediate force-transduction layer containing talin and vinculin; and an uppermost actin-regulatory layer containing zyxin, vasodilator-stimulated phosphoprotein and α-actinin. By localizing amino- and carboxy-terminally tagged talins, we reveal talin's polarized orientation, indicative of a role in organizing the focal adhesion strata. The composite multilaminar protein architecture provides a molecular blueprint for understanding focal adhesion functions.

We combined photoactivated localization microscopy (PALM) with live-cell single-particle tracking to create a new method termed sptPALM. We created spatially resolved maps of single-molecule motions by imaging the membrane proteins Gag and VSVG, and obtained several orders of magnitude more trajectories per cell than traditional single-particle tracking enables. By probing distinct subsets of molecules, sptPALM can provide insight into the origins of spatial and temporal heterogeneities in membranes.

Understanding molecular-scale architecture of cells requires determination of 3D locations of specific proteins with accuracy matching their nanometer-length scale. Existing electron and light microscopy techniques are limited either in molecular specificity or resolution. Here, we introduce interferometric photoactivated localization microscopy (iPALM), the combination of photoactivated localization microscopy with single-photon, simultaneous multiphase interferometry that provides sub-20-nm 3D protein localization with optimal molecular specificity. We demonstrate measurement of the 25-nm microtubule diameter, resolve the dorsal and ventral plasma membranes, and visualize the arrangement of integrin receptors within endoplasmic reticulum and adhesion complexes, 3D protein organization previously resolved only by electron microscopy. iPALM thus closes the gap between electron tomography and light microscopy, enabling both molecular specification and resolution of cellular nanoarchitecture.

The Abrikosov flux lattice is imaged in Nb${\mathrm{Se}}_{2}$ by tunneling into the superconducting gap edge with a low-temperature scanning-tunneling microscope. The tunneling conductance into a single vortex core is strongly peaked at the Fermi energy, suggesting the existence of core states or core excitations. As one moves away from the core, this feature evolves into a density of states which is consistent with a BCS superconducting gap.

Luminescent centers with sharp (<0.07 millielectron volt), spectrally distinct emission lines were imaged in a GaAs/AIGaAs quantum well by means of low-temperature near-field scanning optical microscopy. Temperature, magnetic field, and linewidth measurements establish that these centers arise from excitons laterally localized at interface fluctuations. For sufficiently narrow wells, virtually all emission originates from such centers. Near-field microscopy/spectroscopy provides a means to access energies and homogeneous line widths for the individual eigenstates of these centers, and thus opens a rich area of physics involving quantum resolved systems.

Summary

 Metabolic coordination between neurons and astrocytes is critical for the health of the brain. However, neuron-astrocyte coupling of lipid metabolism, particularly in response to neural activity, remains largely uncharacterized. Here, we demonstrate that toxic fatty acids (FAs) produced in hyperactive neurons are transferred to astrocytic lipid droplets by ApoE-positive lipid particles. Astrocytes consume the FAs stored in lipid droplets via mitochondrial β-oxidation in response to neuronal activity and turn on a detoxification gene expression program. Our findings reveal that FA metabolism is coupled in neurons and astrocytes to protect neurons from FA toxicity during periods of enhanced activity. This coordinated mechanism for metabolizing FAs could underlie both homeostasis and a variety of disease states of the brain.

Significance The cytoplasm of eukaryotic cells is compartmentalized by intracellular membranes that define subcellular organelles. One of these organelles, the endoplasmic reticulum, forms a continuous network of tubules and cisternae that extends throughout all cell compartments, including neuronal dendrites and axons. This network communicates with most other organelles by vesicular transport, and also by contacts that do not lead to fusion but allow cross-talk between adjacent bilayers. Though these membrane contacts have previously been observed in neurons, their distribution and abundance has not been systematically analyzed. Here, we have carried out such analysis. Our studies reveal new aspects of the internal structure of neurons and provide a critical complement to information about interorganelle communication emerging from functional and biochemical studies.

The endoplasmic reticulum (ER) is an expansive, membrane-enclosed organelle that plays crucial roles in numerous cellular functions. We used emerging superresolution imaging technologies to clarify the morphology and dynamics of the peripheral ER, which contacts and modulates most other intracellular organelles. Peripheral components of the ER have classically been described as comprising both tubules and flat sheets. We show that this system consists almost exclusively of tubules at varying densities, including structures that we term ER matrices. Conventional optical imaging technologies had led to misidentification of these structures as sheets because of the dense clustering of tubular junctions and a previously uncharacterized rapid form of ER motion. The existence of ER matrices explains previous confounding evidence that had indicated the occurrence of ER "sheet" proliferation after overexpression of tubular junction-forming proteins.

The superconducting-vortex-core spectra show a zero-bias peak which splits within a coherence length of the core. Further away from the core these split peaks merge gradually with the gap edge and give a direct local measure of the superfluid velocity. The vortex-core states are imaged both at the Fermi energy and just below the gap to reveal two different sixfold star-shaped structures. The anisotropy and size of these images may be a consequence of the crystalline band structure with its charge-density-wave gap as well as the interaction of the neighboring vortices of the Abrikosov flux lattice.