Potassium Permeation Two–pore domain potassium (K2P) channels conduct K + ions across the plasma membrane of eukaryotic cells. They help to maintain the cellular resting potential and their modulation can tune cellular excitability (see the Perspective by Poulsen and Nissen ). Miller and Long (p. 432 ) describe a high-resolution crystal structure of the human K2P channel K2P1 (TWIK-1) and Brohawn et al. (p. 436 ) present a high-resolution structure of the lipid and mechanosensitive human channel TRAAK. In both structures an extracellular domain constricts the channel entrance so that K + ions reach the selectivity filter through side portals. Openings in the transmembrane region expose the central cavity to the lipid bilayer and a helix is kinked so that its C-terminal part lies in the cytosol-membrane interface. The structural features explain K2P conductance and gating and give insight into how the channels are regulated by diverse stimuli.

Significance Mechanical force opens mechanosensitive ion channels in the cellular membrane to produce electrical signals that underlie sensation of touch, hearing, and other mechanical stimuli. An unanswered question is: How are mechanical forces transmitted to eukaryotic mechanosensitive channels in the membrane? We show that two mechanosensitive ion channels in eukaryotes, TRAAK (K2P4.1) and TREK1 (K2P2.1), are directly opened by mechanical force through the lipid membrane in the absence of all other cellular components. This finding extends the “force-from-lipid” paradigm established in bacterial channels to TRAAK and TREK1, eukaryotic mechanosensors.

X-ray structures of the human TRAAK mechanosensitive potassium channel reveal how build-up of tension in the lipid membrane can convert the channel from a non-conducting wedge shape associated with an inserted lipid acyl chain that blocks the pore to an expanded cross-sectional shape that prevents lipid entry and thus permits ion conduction. Mechanosensitive ion channels are responsible for sensing touch, hearing and pain. The mechanism by which mechanical force gates these channels is not known. This study presents the X-ray crystal structures of TRAAK potassium ion channels in conductive and non-conductive conformations. The activation of these channels in nociceptive sensory neurons regulates the noxious threshold for mechanical force in mice. The structures show that the long alkyl chain of a lipid physically blocks the pore in the wedge-shaped non-conductive state. A build-up of tension in the lipid membrane can convert the channel to the conductive state that has an expanded cross-sectional shape that prevents lipid entry and thus permits ion conduction. Activation of mechanosensitive ion channels by physical force underlies many physiological processes including the sensation of touch, hearing and pain1,2,3,4,5. TRAAK (also known as KCNK4) ion channels are neuronally expressed members of the two-pore domain K+ (K2P) channel family and are mechanosensitive6. They are involved in controlling mechanical and temperature nociception in mice7. Mechanosensitivity of TRAAK is mediated directly through the lipid bilayer—it is a membrane-tension-gated channel8. However, the molecular mechanism of TRAAK channel gating and mechanosensitivity is unknown. Here we present crystal structures of TRAAK in conductive and non-conductive conformations defined by the presence of permeant ions along the conduction pathway. In the non-conductive state, a lipid acyl chain accesses the channel cavity through a 5 Å-wide lateral opening in the membrane inner leaflet and physically blocks ion passage. In the conductive state, rotation of a transmembrane helix (TM4) about a central hinge seals the intramembrane opening, preventing lipid block of the cavity and permitting ion entry. Additional rotation of a membrane interacting TM2–TM3 segment, unique to mechanosensitive K2Ps, against TM4 may further stabilize the conductive conformation. Comparison of the structures reveals a biophysical explanation for TRAAK mechanosensitivity—an expansion in cross-sectional area up to 2.7 nm2 in the conductive state is expected to create a membrane-tension-dependent energy difference between conformations that promotes force activation. Our results show how tension of the lipid bilayer can be harnessed to control gating and mechanosensitivity of a eukaryotic ion channel.

Summary Patterned optogenetic activation of defined neuronal populations in the intact brain can reveal fundamental aspects of the neural codes of perception and behavior. The biophysical properties of existing optogenetic tools, however, constrain the scale, speed, and fidelity of precise optical control. Here we use structure-guided mutagenesis to engineer opsins that exhibit very high potency while retaining fast kinetics. These new opsins enable large-scale, temporally and spatially precise control of population neural activity in vivo and in vitro . We benchmark these new opsins against existing optogenetics tools with whole-cell electrophysiology and all-optical physiology and provide a detailed biophysical characterization of a diverse family of microbial opsins under two-photon illumination. This establishes a toolkit and a resource for matching the optimal opsin to the goals and constraints of patterned optogenetics experiments. Finally, by combining these new opsins with optimized procedures for cell-specific holographic photo-stimulation, we demonstrate the simultaneous co-activation of several hundred spatially defined neurons with a single hologram, and nearly double that number by temporally interleaving holograms at fast rates. These newly engineered opsins substantially extend the capabilities of patterned illumination optogenetic paradigms for addressing neural circuits and behavior.

Microbial channelrhodopsins are light-gated ion channels widely used for optogenetic manipulation of neuronal activity. ChRmine is a bacteriorhodopsin-like cation channelrhodopsin (BCCR) more closely related to ion pump rhodopsins than other channelrhodopsins. ChRmine displays unique properties favorable for optogenetics including high light sensitivity, a red-shifted activation spectrum, cation selectivity, and large photocurrents while its slow closing kinetics impede some applications. The structural basis for ChRmine function, or that of any other BCCR, is unknown. Here, we present cryo-EM structures of ChRmine in lipid nanodiscs in apo (opsin) and retinal-bound (rhodopsin) forms. The structures reveal an unprecedented trimeric architecture with a lipid filled central pore. Large electronegative cavities on either side of the membrane facilitate high conductance and selectivity for cations over protons. The retinal binding pocket structure suggests spectral and kinetic properties could be tuned with mutations and we identify ChRmine variants with two-fold increased and ten-fold decreased closing rates. These results provide insight into structural features that generate an ultra-potent microbial opsin and provide a platform for rational engineering of channelrhodopsins with improved properties that could expand the scale, depth, and precision of optogenetic manipulations.

Abstract SARS-CoV-2 encodes four structural proteins incorporated into virions, spike (S), envelope (E), nucleocapsid (N), and membrane (M). M plays an essential role in viral assembly by organizing other structural proteins through physical interactions and directing them to sites of viral budding. As the most abundant protein in the viral envelope and a target of patient antibodies, M is a compelling target for vaccines and therapeutics. Still, the structure of M and molecular basis for its role in virion formation are unknown. Here, we present the cryo-EM structure of SARS-CoV-2 M in lipid nanodiscs to 3.5 Å resolution. M forms a 50 kDa homodimer that is structurally related to the SARS-CoV-2 ORF3a viroporin, suggesting a shared ancestral origin. Structural comparisons reveal how intersubunit gaps create a small, enclosed pocket in M and large open cavity in ORF3a, consistent with a structural role and ion channel activity, respectively. M displays a strikingly electropositive cytosolic surface that may be important for interactions with N, S, and viral RNA. Molecular dynamics simulations show a high degree of structural rigidity and support a role for M homodimers in scaffolding viral assembly. Together, these results provide insight into roles for M in coronavirus assembly and structure.

Abstract Tweety homologs (TTYHs) comprise a conserved family of transmembrane proteins found in eukaryotes with three members (TTYH1-3) in vertebrates. They are widely expressed in mammals including at high levels in the nervous system and have been implicated in cancers and other diseases including epilepsy, chronic pain, and viral infections. TTYHs have been reported to form Ca 2+ - and cell volume-regulated anion channels structurally distinct from any characterized protein family with potential roles in cell adhesion, migration, and developmental signaling. To provide insight into TTYH family structure and function, we determined cryo-EM structures of Mus musculus TTYH2 and TTYH3 in lipid nanodiscs. TTYH2 and TTYH3 adopt a novel fold which includes an extended extracellular domain with a partially solvent exposed pocket that may be an interaction site for hydrophobic molecules. In the presence of Ca 2+ , TTYH2 and TTYH3 form homomeric cis-dimers bridged by extracellularly coordinated Ca 2+ . Strikingly, in the absence of Ca 2+ , TTYH2 forms trans-dimers that span opposing membranes across a ~130 Å intermembrane space as well as a monomeric state. All TTYH structures lack ion conducting pathways and we do not observe TTYH2-dependent channel activity in cells. We conclude TTYHs are not pore forming subunits of anion channels and their function may involve Ca 2+ -dependent changes in quaternary structure, interactions with hydrophobic molecules near the extracellular membrane surface, and/or association with additional protein partners.

Summary Ultrasound modulates the electrical activity of excitable cells and offers advantages over other neuromodulatory techniques; for example, it can be non-invasively transmitted through skull and focused to deep brain regions. However, the fundamental cellular, molecular, and mechanistic bases of ultrasonic neuromodulation are largely unknown. Here, we demonstrate ultrasound activation of the mechanosensitive K + channel TRAAK with sub-millisecond kinetics to an extent comparable to canonical mechanical activation. Single channel recordings reveal a common basis for ultrasonic and mechanical activation with stimulus-graded destabilization of long-duration closures and promotion of full conductance openings. Ultrasonic energy is transduced to TRAAK directly through the membrane in the absence of other cellular components, likely increasing membrane tension to promote channel opening. We further demonstrate ultrasonic modulation of neuronally expressed TRAAK. These results suggest mechanosensitive channels underlie physiological responses to ultrasound and provides a framework for developing channel-based sonogentic actuators for acoustic neuromodulation of genetically targeted cells.