The mammalian cerebral cortex supports cognitive functions such as sensorimotor integration, memory, and social behaviors. Normal brain function relies on a diverse set of differentiated cell types, including neurons, glia, and vasculature. Here, we have used large-scale single-cell RNA sequencing (RNA-seq) to classify cells in the mouse somatosensory cortex and hippocampal CA1 region. We found 47 molecularly distinct subclasses, comprising all known major cell types in the cortex. We identified numerous marker genes, which allowed alignment with known cell types, morphology, and location. We found a layer I interneuron expressing Pax6 and a distinct postmitotic oligodendrocyte subclass marked by Itpr2. Across the diversity of cortical cell types, transcription factors formed a complex, layered regulatory code, suggesting a mechanism for the maintenance of adult cell type identity.

Cerebrovascular disease is the third most common cause of death in developed countries, but our understanding of the cells that compose the cerebral vasculature is limited. Here, using vascular single-cell transcriptomics, we provide molecular definitions for the principal types of blood vascular and vessel-associated cells in the adult mouse brain. We uncover the transcriptional basis of the gradual phenotypic change (zonation) along the arteriovenous axis and reveal unexpected cell type differences: a seamless continuum for endothelial cells versus a punctuated continuum for mural cells. We also provide insight into pericyte organotypicity and define a population of perivascular fibroblast-like cells that are present on all vessel types except capillaries. Our work illustrates the power of single-cell transcriptomics to decode the higher organizational principles of a tissue and may provide the initial chapter in a molecular encyclopaedia of the mammalian vasculature.

Abstract Many important cell types in adult vertebrates have a mesenchymal origin, including fibroblasts and vascular mural cells. Although their biological importance is undisputed, the level of mesenchymal cell heterogeneity within and between organs, while appreciated, has not been analyzed in detail. Here, we compare single-cell transcriptional profiles of fibroblasts and vascular mural cells across four murine muscular organs: heart, skeletal muscle, intestine and bladder. We reveal gene expression signatures that demarcate fibroblasts from mural cells and provide molecular signatures for cell subtype identification. We observe striking inter- and intra-organ heterogeneity amongst the fibroblasts, primarily reflecting differences in the expression of extracellular matrix components. Fibroblast subtypes localize to discrete anatomical positions offering novel predictions about physiological function(s) and regulatory signaling circuits. Our data shed new light on the diversity of poorly defined classes of cells and provide a foundation for improved understanding of their roles in physiological and pathological processes.

Abstract Vascular diseases are major causes of death, yet our understanding of the cellular constituents of blood vessels, including how differences in their gene expression profiles create diversity in vascular structure and function, is limited. In this paper, we describe a single-cell RNA sequencing (scRNA-seq) dataset that defines vascular and vessel-associated cell types and subtypes in mouse brain and lung. The dataset contains 3,436 single cell transcriptomes from mouse brain, which formed 15 distinct clusters corresponding to cell (sub)types, and another 1,504 single cell transcriptomes from mouse lung, which formed 17 cell clusters. In order to allow user-friendly access to our data, we constructed a searchable database ( http://betsholtzlab.org/VascularSingleCells/database.html ). Our dataset constitutes a comprehensive molecular atlas of vascular and vessel-associated cell types in the mouse brain and lung, and as such provides a strong foundation for future studies of vascular development and diseases.

Pericytes, the mural cells of blood microvessels, regulate microvascular development and function and have been implicated in many brain diseases. However, due to a paucity of defining markers, pericyte identification and functional characterization remain ambiguous and data interpretation problematic. In mice carrying two transgenic reporters, Pdgfrb-eGFP and NG2-DsRed, we found that double-positive cells were vascular mural cells, while the single reporters marked additional, but non-overlapping, neuroglial cells. Double-positive cells were isolated by fluorescence-activated cell sorting (FACS) and analyzed by RNA sequencing. To reveal defining patterns of mural cell transcripts, we compared the RNA sequencing data with data from four previously published studies. The meta-analysis provided a conservative catalogue of 260 brain mural cell-enriched gene transcripts. We validated pericyte-specific expression of two novel markers, vitronectin (Vtn) and interferon-induced transmembrane protein 1 (Ifitm1), using fluorescent in situ hybridization and immunohistochemistry. We further analyzed signaling pathways and interaction networks of the pericyte-enriched genes in silico. This work provides novel insight into the molecular composition of brain mural cells. The reported gene catalogue facilitates identification of brain pericytes by providing numerous new candidate marker genes and is a rich source for new hypotheses for future studies of brain mural cell physiology and pathophysiology.

Abstract Vertebrate organs require locally adapted blood vessels 1,2 . The gain of such organotypic vessel specializations is often deemed to be molecularly unrelated to the process of organ vascularization. Here, opposing this model, we reveal a molecular mechanism for brain-specific angiogenesis that operates under the control of Wnt7a/b ligands—well-known blood–brain barrier maturation signals 3–5 . The control mechanism relies on Wnt7a/b-dependent expression of Mmp25, which we find is enriched in brain endothelial cells. CRISPR–Cas9 mutagenesis in zebrafish reveals that this poorly characterized glycosylphosphatidylinositol-anchored matrix metalloproteinase is selectively required in endothelial tip cells to enable their initial migration across the pial basement membrane lining the brain surface. Mechanistically, Mmp25 confers brain invasive competence by cleaving meningeal fibroblast-derived collagen IV α5/6 chains within a short non-collagenous region of the central helical part of the heterotrimer. After genetic interference with the pial basement membrane composition, the Wnt–β-catenin-dependent organotypic control of brain angiogenesis is lost, resulting in properly patterned, yet blood–brain-barrier-defective cerebrovasculatures. We reveal an organ-specific angiogenesis mechanism, shed light on tip cell mechanistic angiodiversity and thereby illustrate how organs, by imposing local constraints on angiogenic tip cells, can select vessels matching their distinctive physiological requirements.

Abstract A striking feature of severe COVID-19 is thrombosis in large as well as small vessels of multiple organs. This has led to the assumption that SARS-CoV-2 virus directly infects and damages the vascular endothelium. However, endothelial expression of ACE2, the cellular receptor for SARS-CoV-2, has not been convincingly demonstrated. Interrogating human bulk and single-cell transcriptomic data, we found ACE2 expression in endothelial cells to be extremely low or absent in vivo and not upregulated by exposure to inflammatory agents in vitro . Also, the endothelial chromatin landscape at the ACE2 locus showed presence of repressive and absence of activation marks, suggesting that the gene is inactive in endothelial cells. Finally, we failed to achieve infection and replication of SARS-CoV-2 in cultured human endothelial cells, which were permissive to productive infection by coronavirus 229E that uses CD13 as the receptor. Our data suggest that SARS-Cov-2 is unlikely to infect endothelial cells directly; these findings are consistent with a scenario where endothelial injury is indirectly caused by the infection of neighbouring epithelial cells and/or due to systemic effects mediated by immune cells, platelets, complement activation, and/or proinflammatory cytokines.

SUMMARY Blood vessels supplying tumors are often dysfunctional and generally heterogeneous. The mechanisms underlying this heterogeneity remain poorly understood. Here, using multicolor lineage tracing, in vivo time-lapse imaging and single cell RNA sequencing in a mouse glioma model, we identify tumour-specific blood endothelial cells that originate from cells expressing the receptor for colony stimulating factor 1, Csf1r , a cytokine which controls macrophage biology. These Csf1r lineage endothelial cells (CLECs) form up to 10% of the tumour vasculature and express, besides classical blood endothelial cell markers, a gene signature that is distinct from brain endothelium but shares similarities with lymphatic endothelial cell populations. in silico analysis of pan-cancer single cell RNAseq datasets highlights the presence of a comparable subpopulation in the endothelium of a wide spectrum of human tumours. We show that CLECs actively contribute to sprouting and remodeling of tumour blood vessels and that selective depletion of CLECs reduces vascular branching and tumour growth. Our findings indicate that a non-tumour resident Csf1r-positive population is recruited to tumours, differentiates into blood endothelial cells to contribute to vascularization and, thereby, tumour growth.

Tertiary lymphoid structures (TLS) are ectopic lymphoid aggregates associated with improved prognosis in numerous tumors. To date, their prognostic value in central nervous system cancers and the events underlying their formation remain unclear. Here, we find that TLS correlate with improved survival in glioblastoma patients. Furthermore, combining spatial transcriptomics of human tissues with longitudinal studies in murine glioma, we establish that the assembly of T cell-rich clusters is a prerequisite for the development of canonical TLS, and show that CD4 T cells play a central role in this process. Indeed, we provide evidence that IL7R+CCR7+ Th1 lymphocytes with lymphoid tissue-inducing potential are recruited to TLS nucleation sites, where they can initiate TLS assembly by expressing lymphotoxin β. Our work defines TLS as a potential prognostic factor in glioblastoma and identifies cellular and molecular mechanisms of TLS formation. These findings have broader implications for the development of TLS-inducing therapies for cancer.